Darah Ikan

1. PENDAHULUAN

1.1. Definisi Darah
Darah merupakan salah satu komponen sistem transpor yang sangat vital keberadaannya. Fungsi vital darah di dalam tubuh antara lain sebagai pengangkut zat-zat kimia seperti hormon, pengangkut zat buangan hasil metabolisme tubuh, dan pengangkut oksigen dan karbondioksida. Selain itu, komponen darah seperti trombosit dan plasma darah memiliki peran penting sebagai pertahanan pertama dari serangan penyakit yang masuk ke dalam tubuh (Aria, 2008).
Darah merupakan gabungan dari cairan, sel-sel dan partikel yang menyerupai sel, yang mengalir dalam arteri, kapiler, dan vena, yang mengirimkan oksigen dan zat-zat gizi ke jaringan dan membawa karbondioksida serta hasil limbah lainnya (Mayhoneys, 2008).

1.2. Komponen Penyusun Darah
Menurut Isnaeni (2006), darah tersusun atas plasma dan tersusun atas sel darah. Sel darah mencakup eritrositk, leukosit, dan trombosit, plasma darah yang mengandung sekitar 90% air dan berbagai zat terlarut atau tersuspensi di dalamnya. Zat tersuspensi berikut mencakup beberapa jenis bahan berikut:
1. Protein plasma, yaitu albumin, glubolin, dan fibrinagen.
2. Sari makanan, yaitu glukosa, monosakurida, asam amino, lipid.
3. Bahan untuk dibuang dari tubuh, antara lain urea dan senyawa hidrogen.
4. Berbagai ion, misalnya natrium, kalium, ulur, fosfat, kalsium, sulfat, dan senyawa bikarbonat.
Menurut Pungky (2010), komponen penyusun darah dari plasma darah (cairan) dan sel-sel penyusun dairan darah.
1. Plasma darah
95% plasma darah terdiri dari air. Di dalam plasma darah terkandung salah satu faktor pembeku darah.
2. Eritrosit
- Bebentuk bulat gepeng, akung
- Tidak punya inti sel
3. Leukosit
- Bentuknya berubah-ubah
- Punya inti sel
4. Trombosit
Trombosit berperan dalam pembekuan darah.

1.3. Tahap Pembentukan Darah
Menurut Yustina, et.al (2005), dalam proses pembentukan sel darah merah terdapat tahapan-tahapan sebelum sampai terbentuknya sel darah merah matang. Ketika iosit adalah sel darah merah muda yang masih mengandung substansi basopilik dan akan berkembang menjadi sel darah merah matang. Setiap tahapan pembentukan sel darah merah melalui serangkaian proses yang melibatkan sintensis enzim. Wulangi (1993), dalam Yustina,et.al (2005) menyatakan apabila sintesis enzim pada retikulasit terhambat maka pembentukan retikulasit terganggu karena masuknya sulfida melalui darah ikan dan akan menghambat sintesis enzim katalose dan anhidrase karbonat yang terdapat pada retikulasit, akibatnya tidak akan ditemui sel darah merah matang.
Pembentukan sel darah merah (eritropoelsis) adalah subyek pengaturan “feed back” pembentukan ini dihambat oleh kenaikan sel darah merah dalam sirkulasi yang mencapai nilai diatas normal dan dirangsang oleh anemia. Eritropoelsis juga dirangsang oleh hipolsia dan kenaikan jumlah sel darah merah yang beredar adalah gambaran yang meninjol dari aklimatisasi pada dataran tinggi. Eritropoelsis diatur oleh suatu hormon glikoprotein yang beredar yang dinamakan eritropreikim yang dibentuk oleh kerja dari faktor ginjal pada globulin plasma. Hormon ini mempermudah diferensiasi sistem sel “commited” (sistem sel yang sensitif terhadap eritropoekim) menjadi proeritroblast (Ganong, 1981).

1.4. Fungsi Darah
Menurut Shahar (2010), fungsi darah sebagai alat pengangkut yaitu :
- Mengambil oksigen / zat pembakar dari paru-paru untuk diedarkan ke seluruh jaringan tubuh
- Mengangkut karbohidrat dari jaringan untuk dikeluarkan melalui paru-paru dibagikan ke seluruh jaringan /alat tubuh
- Mengangkat / mengeluarkan zat-zat yang tidk berguna bagi tubuh untuk dikeluarkan melalui ginjal
Darah memiliki fungsi utama yaitu menjaga keseimbangan pH. Fungsi utama yaitu menjaga keseimbengan pH tubuh. Fungsi utama sistem sirkulasi darah adalah sebagai mediatransport zat-zat yang dibutuhkan oleh tubuh juga untuk transport panas dari dan kejaringan tubuh dan untuk mempertahankan diri dari serangan penyakit (Komarudin, 2009).
Menurut Scherr (1959), darah berfungsi sebagai media transportasi dan memberikan kontribusi kepada pembentukan lingkungan.

1.5. Komponen Penyusun Sistem Peredaran Darah
Komponen penyusun sistem peredaran darah adalah jantung, darah, saluran darah dan limfa. Saluran pembuluh darah utama dalam tubuh ikan adalah arteri danvena yang terdapat disepanjang tubuh (Evand, 2009).
Sistem peredaran darah ikan termasuk yang paling sederhana. Komponen yang menyusun sistem peredaran darah utama pada ikan:
1) Jantung
2) Darah
3) Saluran darah
4) Limpa (Frans, 2010)

1.6. Peredaran Darah
Menurut Schreck and Peter (1990), meskipun peredaran utama bab ini yaitu analisis pada darah dan darah, terdapat beberapa pertimbangan fungsi sirkulasi yang tepat pula. Sesuai dengan hal itu terdapat review singkat mengenai pengaturan sirkulasi pada ikan, bagian ini akan fokus pada detak jantung, dan distribusi aliran dan penentuan mereka. Fitur struktural utama dari hati ikan ditinjau oleh Satchell (1971), Cancran (1975) dan Jones dan Randall (1978) dalam Shreck and Peter (1990), Carel (1984) dalam Shreck and Peter (1990) baru-baru ini memeriksa kinerja jantung dan pengaruhnya secara rinci. Semua variosus, atrium dan ventrikel, dan ikan bertulang sejati, ventrikel mengarah ke bulbus arterious. Daging bulbus arterious termasuk halus (sebagai lawan dari jantung) otot dan investasi jaringan ikat elastis dan bulbus arterious tidak kontrak dengan urutan dengan kamar jantung. Sinus venosus menerima saluran dari cuvier lateral dan posterior vena hati. Ruang terakhir adalah konus dan bulbus yang secara struktural memiliki otot polos dan mungkin tidak berkontraktil secara teratur serta tidak terjadi kitak selama siklus jantung.
Menurut Wartawarga (2009), pada proses peredaran darah. Darah dari seluruh tubuh yang mengandung CO2 kembali ke jantung melalui vena dan berkumpul di sinus venosus, kemudian masuk ke serambi. Selanjutnya, darah dari serambi masuk ke bilik dan dipompa menuju insang melalui konus arterious, aorta ventralis, dan empas pasang arteri arferon brakious, pada arteri erefen brokialis, oksigen diikat oleh darah, selanjutnya menuju arteri eferen brankialis dan melalui aorta darsalis darah diedarkan ke seluruh tubuh. Di jaringan tubuh, darah mengikat CO2 dengan adanya sistem vena, darah dikembalikan dari bagian kepala dan badan menuju jantung. Vena yang penting, misalnya: vena cardialis posterior dan vena cardialis posterior (membawa darah dari kepala dan badan), vena porta repalika (membawa dari tubuh melewati hati), vena porta renalis (membawa darah di tubuh melewati ginjal). Peredaran darah pada ikan disebut peredaran darah tunggal karena darah hanya satu kali melewati jantung.

1.7. Sistem Peredaran Darah
Menurut Isnaeni (2006), sistem sirkulasi pada hewan dibedakan menjadi dua, yaitu sistem sirkulasi terbuka dan tertutup. Sistem sikulasi terbuka bekerja dengan tekanan rendah. Dengan demikian, pada setiap kontraksi jantung, volume darah yang dapat dikeluarkan dari jantung ke rongga tubuh hanya sedikit. Selain itu, tekanan yang ditimbulkan oleh jantung untuk mendorong darah juga rendah sehingga darah mengalir dengan lambat. Pada sistem sirkulasi tertutup darah beredar dalam sistem pembuluh yang kontinu, didorong oleh kekuatan yang berasalah dari hasil kerja jantung. Sebagai motor penggerak, jantung bekerja dengan melakukan gerakan memompa secara terus menerus sehingga tekanan dalam pembuluh darah dapat dipertahankan tetap tinggi.
Sistem sirkulasi pada hewan air, misalnya ikan, umumnya memiliki jantung sebagai organ yang memompa cairan darah. Arah aliran darah biasanya ke anterior dalam saluran (pembuluh) ventral ke dalamposterior dalampembuluh darsal utama. Darah dipompa ke depan dari situ pembuluh branchial afferent memesuki insang. Darah yang mengandung oksigen mengumpul dalam pembuluh efferent, yang berkomunikasi dengan pasangan aorta dorsa-leteral yang mengangkut darah ke arah belakang ke aorta dorsal tunggal dan dari situlah kemidian didistribusikan ke seluruh bagian tubuh lainnya. Setelah melalui sistem kapiler jaringan tubuh, darah tersebut kembali ke jantung via vena-vena kecil yang membawanya ke dalam vene-vena utama memasuki aurikula (auricle) (yuwono dan Purnama, 2001).
Menurut Storer dan Rober (1957), jantung dua bilik terletak di lekak dalam rongga perikardinal. Darah dari venosus melewati sinus venosus menuju avrikel dinding tipis, dari sana darah menuju kedalam ventrikel otot, yang dipisahkanoleh katup yang berfungsi mencegah arus balik. Terjadi kontraksi berirama darah melalui konus arteriosus dan aorta ventral menjadi empat pasang arteri aferen branchial mengarah ke dorsal aorta dan akhirnya didistribusikan ke seluruh tubuh dan kepala.

1.8. Pengertian Sistem Imun
Ikan seperti hewan pada umumnya, memiliki mekanisme pertahanan diri terhadap patogen. Sistem pertahanan tersebut terdiri dari pertahanan konstitutif menjalankan pertahanan secara umum terhadap invasi flora normal, kolonisasi, infeksi dan penyakit infeksi yang disebabkan oleh patogen. Sistem pertahanan konstutif disebut juga sebagai sistem pertahanan innate (bawaan atau alami). Adapun sistem pertahanan yang diinduksi atau dapatan (acculerea), maka untuk berfungsi dengan baik harus diinduksi antara lain dengan pemaparan pada patogen atau produk-produk yang berasal dari patogen (isalnya: LPS, Vaksin). Sistem pertahanan yang diinduksi meliputi pula respon imun terhadap patogen penyebab inveksi (Irianto, 2005).
Menurut Villee et.al, (1980), antigen biasanya merupakan protein yang ada hubungannya dengan bakteri dan virus yang masuk dalam tubuh, tapi sering protein asing dan polisakarida asing tertentu dan DNA dapat menimbulkan pembentukan antibodi. Tubuh telah mengembangkan imunitas terdapat antigen tersebut.

1.9. Proses Pembekuan Darah
Mekanisme pembekuan darah terbagi menjadi dua jalur utama, yaitu jalur intrinsik dan jalur ekstrinsik. Proses ini membutuhkan faktor-faktor pembeluan darah, yang sampai saat ini dikenal sebanyak 15 faktor. Diantara ke dua jalur tersebut jalur yang dipakai bersama, disebut jalur umum/jalur bersama, dan satu terdapat satu jalur lain yaitu jalur oksigen. Secara fisiologis, proses pembekuan darah ini akan dikendalikan oleh sistem fibrioriatik dan koagulasi. Kedua sistem tersebut bertugas merusak hasil bekuan darah yang diharapkan oleh tubuh. Jadi, hemostatis merupakan kerjasama diantara dua mekanisme tersebut (Prihadi, 2007).
Menurut Kimball (1983), pemadatan atau pembekuan darah mempu menghentikan semua pendarahan ini kecuali pembuluh darah yang rusak, keping darah melekat pada permukaan dalam diding pembuluh darah tersebut. Pembuluh darah dan sel-sel rusak didaerah ini melepaskan bahan bersifat lemah yang diaktifkan oleh protein-protein tertentu (faktor pembekuan) di dalam darah membentuk “tromboplastin”. Dengan adanya ion kalsium (ca++) dan faktor-faktor pembeku tambahan dalam plasma. Tromboplastin dibuat secara terus menerus oleh hati menjadi trombin. Trombin adalah sebuah enzim yang mengkatalis perubahan fibrinogen protein plasma yang dapat larut menjadi fibrin, protein yang tidak dapat larut. Fibrin secara berangsur membentuk suatu lubang tempat sel-sel darah tertanam dari pembuluh darah yang pecah.



1.10. Hubungan Sistem Imun dengan Darah
Imunitas seluler diperantarai oleh limfosit-T yang terdapat di seluruh tubuh. Bila sel-sel ini bentrokan dengan antigen sel individu lain atau antugen atau sel-sel tumor atau virus, mereka diaktifkan. Limfosit-T membesar, membelah dan melepaskan Limfokines, yaitu zat dengan berat molekol besar yang berperan untuk menyerang protein asing. Berbeda dengan Limfosit B, yang mempunyai primotipe yang mampu mengenal semua yang mungkin merupakan antigen sebenarnya, efektor Limfosit T khususnya mengenal histokom patibilitas antigen (Ganong, 1981).
Semua hewan multisel mumpunyai mekanisme pertahanan tubuh. Pertahan tubuh dapat terjadi dengan berbagai mekanisme, antara lain mengaktifkan atau mengeluarkan berbagai sel asing dari tubh, menghancurkan mikrorganisme patogen beserta hasil rekresinya dan menyingkirkan sel abnormal dan sel bermutasi (contohnya sel kanker) yang muncul. Mekanisme pertahanan tubuh juga dapat terjadi dengan cara fagositosis paling primitif. Enkapsulasi (pembentukan selubung), menghasilkan antibodi atau sensitisasi limfosit. Faktor humoral (aglutinin) dalam cairan tubuh juga dapat menginaktifkan benda asing (pada invertebrata) (Isnaeni, 2006).









2. METODOLOGI

2.1. Prosedur Kerja
2.1.1. Pengambilan Darah

- diaseptipkan dengan alkohol 70%
- diisi dengan Na Sitrat Oil ml 1:9

- diaseptipkan bagian yang akan disuntikkan dengan methanol
- diambil darahnya


2.1.2. Pengambilan Film Darah Tipis

- diteteskan pada obyek glass
- diratakan dengan metode smear
- ditetesi methanol (1 tetes)
- ditunggu sampai kering
- ditetesi giemsia (1-2 tetes)
- dikeringkan ± 20 menit
- dibilas dengan air mengalir
- dikeringkan
- diambil di bawah mikroskop
- difoto


2.2. Fungsi Alat dan Bahan
2.2.1. Fungsi alat
a) Pengambilan Sampel Darah
Alat-alat yang digunakan dalam praktikum tentang pengambilan darah adalah sebagai berikut:
• Spait to ml : untuk mengambil darah ikan
• Nampan : sebagai tempat untuk meletakkan ikan yang akan diambil darahnya
• Seser : untuk mengambil ikan
b) Pembuatan Film Darah Tipis
Alat-alat yang digunakan dalam pembuatan film darah tipis adalah sebagai berikut:
• Obyek glass : tempat untuk membuat film darah tipis
• Cover glass : digunakan untuk meratakan darah pada obyek glass dengan metode smear
• Mikroskop : untuk mengamati obyek film darah tipis
• Kamera digital : untuk mengambil foto pada film darah tipis
• Pipet tetes : digunakan untuk mengambil larutan

2.2.2. Fungsi Bahan
a) Pengambilan Sampel Darah Ikan
Bahan-bahan yang digunakan dalam praktikum pengambilan sampel darah ikan adalah:
• Alkohol 70% : disunakan untuk mengaseptiskan spuih dan bagian tubuh ikan yang akan disuntik.
• Ikan Nila (Oreochromis noloticus) : sebagai obyek yang akan diambil sampel darahnya.
• Lap basah : digunakan untuk menutup mata dan tubuh ikan agar ikan tetap tenang ketika diambil darahnya
• Na-sitrat : digunakan untuk mencegah kuagulasi pada darah
• Tissue : digunakan untuk mengolesi alkohol pada tubuh ikanyang akan diambil darahnya.
b) Pembuatan Film Darah Tipis
Bahan-bahan yang digunakan dalam praktikum pembuatan film darah tipis adalah:
• Darah ikan Nila (Oreochromis noloticus) : sebagai obyek pengamatan
• Giemsa : sebagai pewarna pada darah
• Air : untuk menghilangkan warna-warna yang tidak terserap oleh darah
• Tissue : untuk mengeringkan cover glass
• Methanol : untuk mencegah koagulasi agar darah tidak menggumpal

4. PEMBAHASAN

4.1. Analisa Prosedur
4.1.1. Pengambilan Sampel Darah
Dalam praktikum Fisiologi Hewan Air, mengenai pengambilan sempel darah, hal yang pertama dilakukan adalah disiapkan alat dan bahan. Alatnya yaitu spuit 1ml berfungsi untuk mengambil darah ikan dan Na sitrat, nampan berfungsi sebagai tempat ikan saat diambil darahnya. Bahannya yaitu Ikan Nila (Oreochromis noloticus) sebagai obyek pengamatan yang diambil darahnya, Na sitrat 0,1 ml berfungsi sebagai bahan untuk mencegah koagulasi (anti-koagulan), tissue berfungsi untuk membersihkan objek glass, methanol berfungsi untuk melarutkan lemak serta untuk mencegah koagulasi agar darah tidak menggumpal , alkohol 70% untuk mengaseptiskan spuit.
Selanjutnya adalah spuit diaseptiskan dengan methanol agar tidak ada kuman pada spuit. Kemudian spuit diisi dengan Na Sitrat 0,1 ml 1:9 dengan 1 sebagai Na-sitrat dan 9 sebagai darah yang bertujuan agar darah yang diambil tidak menggumpal dan membeku. Kemudian Ikan Nila (Oreochromis niloticus) disiapkan dan diambil darahnya yaitu dengan cara mengambil darah dengan kemiringan spuit 450 di bagian pangkal ekor di dekat caudal peduckle, karena pada daerah tersebut banyak mengandung pembuluh darah, sebelum spuit ditusukkan salah satu sisik ikan dilepas agar memudahkan untuk menusuk pada tubuh ikan nila (Oreochromis niloticus). Cara mengambil darah ikan yaitu dengan cara jarum spuit ditusukkan pada pangkal ekor dengan kemiringan 450 dengan tujuan agar pada saat disuntik dengan spuit mengenai tulang belakang ikan karena pada daerah tersebut banyak mengandung pembuluh darh ikan, lalu perlahan-lahan diambil darah ikan dengan spuit, sehingga didapat darah ikan yang diinginkan dan didapat hasilnya. Tempat-tempat pengambilan darah ikan yaitu pada daerah Linear lateralis, dorsal ventralis, caudal peduckle, dan jantung.
4.1.2 Pembuatan Film Darah Tipis
Dalam praktikum Fisiologi hewan air, menganai pembuatan film darah tipis hal pertama yang dilakukan adalah disiapkan alat dan bahan. Alatnya yaitu objek glass berfungsi sebagai alat untuk meletakkan sampel darah/tempat objek yang akan diamati, mikroskop berfungsi untuk mengamati sampel darah ikan, kamera digital berfungsi untuk memotret bentuk darah yang telah diberi perlakuan. Bahanya yaitu darah ikan nila (Oreochromis niloticus) berfungsi sebagai objek yang diamati, giemsa (1-2 tetes) berfungsi sebagai pewarna bagi darah, air berfungsi untuk membersihkan sisa-sisa methanol dan membersihkan objek glass, methanol berfungsi untuk melarutkan lemak dan membuka pori-pori darah. Selanjutnya adalah setelah darah ikan diambil dengan spuit, kemudian diteteskan pada obyek glass sebanyak 1-2 tetes untuk memudahkan dalam pengamatan mikroskop. Kemudian darah itu diratakan dengan menggunakan metode smear agar pada saat pengamatan di mikroskop sel darah tidak bertumpuk-tumpuk sehingga mudah diamati. Kemudian, ditetesi dengan methanol (1 tetes) yang berfungsi untuk melarutkan lemak dan membuka pori-pori darah dan ditunggu sampai kering.
Setelah kering, kemudian film darah tadi ditetesi dengan giemsa sebangak 1-2 tetes, dengan fungsi bahwa giemsa sebagai pewarna pada darah. Giemsya ini bersifat basa dengan ph 10. Cara meneteskan pada objek glass yaitu objek glass ditegakkan dan diteteskan agar pada penetesan menjadi rata dan tidak bertumpuk, lalu ditunggu sampai kering dengan waktu kurang lebih 20 menit karena diasumsikan sebagai agar giemsya masuk ke sel darah sehingga bisa diamati di bawah mikroskop, kemudian dicelupkan ke dalam air untuk memperjelas komponen penyusun darah merah yang akan diteliti dan setelah itu dikeringkan agar mudah dalam pengamatan di mikroskop dan setelah itu diamati di mikroskop. Caranya yaitu mikroskop dihidupkan tombol on dan objek glass diletakkan pada meja preparat, kemudian diatur perbesaran lensanya, kemudian diatur gambar dengan mengatur dengan pengatur kasar dan pengatur besar. Kemudian setelah ditemukan gambarnya difoto dengan menggunakan kamera digital dan didapat hasilnya.

4.2. Analisa Hasil
4.2.1. Pengambilan Sampel Darah
Dari praktikum Fisiologi Hewan Air materi pengambilan sampel darah ikan didapat hasil sebagai berikut pengambilan darah dilakukan pada daerah caudal peduncle karena pada daerah tersebut terdapat darah yang banyak karena disana terdapat pembuluh darah. Tempat-tempat pengambilan darah yaitu pada linear lateralis, dorsal aorta, caudal peduncle, dan jantung. Tempat pengambilan darah yang paling baik terdapat pada daerah dorsal aorta karena merupakan percabangan utama dari insang yang berasal dari vena aorta. Pada dorsal aorta, pengambilan darah sangat berisiko dan kurang aman yang akan menyebabkan ikan langsung mati. Oleh karena itu, pengambilan darah yang paling aman adalah pada caudal peduncle karena ikan tidak langsung mati apabila darah diambil dari sana. Selain itu, ikan nila (Oreochromis niloticus) mempunyai sistem peredaran darah tunggal yaitu mekanisme peredaran darahnya bersal dari jantung dan kemudian kembali lagi ke jantung.
Pada pengambilan darah ikan nila (Oreochromis niloticus), menyebabkan ikan terluka setelah dilukai saat penyuntikan dengan spuit terjadi penghentian darah ikan secara pemberian Na-sitrat yang menyebabkan darah berhenti. Peristiwa ini disebut dengan pembekuan darah, ini sesuai pernyataan Ndonyo (2007), ketika luka pada tubuh mengeluarkan darah, sebuah enzime tromboplastin yang dihasilkan oleh sel-sel jaringan yang terluka beraksi dengan kalsium protombin di dalam darah. Akibat reaksi kimia, jalinan benang-benang yang dihasilkan membentuk lapisan pelindung yang kemudian mengeras.
Menurut Tedbio (2008), bahwa peredaran darah ikan termasuk peredaran darah tunggal (dalam satu lagi peredarannya, darah melalui jantung satu kali).
Dorsal aorta adalah sumber darah tersebar dari insang ke seluruh tubuh. Dari sisi darah disuplai ke kepala, otot, ginjal dan semua organ pencernaan melalui pembuluh darah (Frans, 2010).

4.2.2. Pembuatan Film Darah Tipis
Pada pengamatan praktikum Fisiologi Hewan Air materi pembuatan film darah tipis didapat hasil yaitu sebagai berikut pada saat akan mengamati sel darah merah dengan mikroskop terlebih dahulu menggunakan metode smear yaitu perataan, ikan ini mempunyai sel darah merah yang memiliki inti yang banyak dan ini menandakan bahwa pada ikan nila (Oreochromis niloticus) yang diamati dalam keadaan sehat dan hal ini sesuai dengan pernyataan Aria (2008), gambaran darah dari suatu organisme dapat digunakan untuk mengetahui kondisi kesehatan yang sedang alami oleh organisme tersebut. Penyimpangan fisiologis ikan akan menyebabkan komponen-komponen darah mengalami perubahan-perubahan gambaran darah dan kimia darah, baik secara kualitatif maupun kuantitatif, dapat menentukan kondisi kesehatannya.
Pada saat ingin mengamati darah di mikroskop, terlebih dahulu darah yang terdapat di objek glass diberi giemsya yang tujuannya adalah agar darah yang diamati terlihat jelas bila diamati di mikroskop. Ini sesuai dengan pernyataan Aria,2008 dalam Mulyani (2006), eritrosit (sel darah merah) merupakan sel yang paling banyak jumlahnya. Inti sel eritrosit terletak disentral dengan sitoplasma dan akan terlihat jernih kebiruan dengan pewarnaan giemsya. Pada pewarnaan darah yang diberi pewarnaan giemsya.
Pada pengambilan sampel darah ikan dimasukkan terlebih dahulu Na-sitrat 0,1 ml tujuannya adalah agar darah ikan tidak terjadi penggumpalan (koagulasi), Na-sitrat merupakan antikoagulasi, menurut Farmato (2009), ada yang preparat parental (heparin), oral (walfarin), nicumalone, cenisindione, kumarin dan dicumarol dan pengikat ion-calcium (Na-sitrat asam oksalat, Na adelat).
- Analisa Gambar

(a) (b)
Dari pengamatn paktikum Fisiologi Hewan Air materi darah ikan, didapatkan hasil mikroskop yaitu terdapat banyak sel darah merah pada ikan nila (Oreochromis niloticus) dan sel darah merah tersebut memiliki inti didalamnyam sel darah merah dalam jumlah banyak ini menunjukkan bahwa ikan nila (Oreochromis niloticus) tersebut dalam keadaan sehat. Ini sesuai dengan pernyataan Aria, 2008 dalam Wells, 2005 dalam Kuswardani, (2006), bahwa kadar hemoglobin yang rendah dapat dijadikan sebagai petunjuk mengenai rendahnya protein pakan, defisiensi vitamin atau ikan mendapat infeksi. Sedangkan kadar tinggi menunjukkan bahwa ikan sedang berada dalam kondisi stress.

4.3. Faktor Koreksi
Dalam praktikum Fisiologi Hewan Air bab Darah Ikan, terdapat beberapa faktor koreksi sebagai berikut:
• Praktikan belum paham dan mengerti tentang metode smear dan pengambilan darah pada ikan dengan menggunakan spiut.
• Kurang terampilnya praktikan dalam pengambilan darah, sehingga perlu dilakukan pengulangan.
• Jarum spuit yang terlalu kecil sehingga spuit mudah patah atau bengkok

4.4. Manfaat di Bidang Perikanan
Dalam Praktikum Fisiologi Hewan Air, bab Darah Ikan, manfaat di bidang perikanan adalah sebagai berikut:
• Dapat mempelajari metode pengambilan darah dan pembuatan darah tipis.
• Dapat mengerti dan mempelajari komponen-komponen penyusun darah bserta fungsinya.
• Dapat mempelajari tentang proses pembekuan darah ikan.
• Dapat mempelajari letak-letak pengambilan darah ikan.



5. PENUTUP

5.1. Kesimpulan
Kesimpulan yang dapat diambil dari praktikum pengambilan darah ikan dan pembuatan film darah tipis adalah sebagai berikut:
• Darah merupakan gabungan dari cairan, sel-sel, serta partikel yang menyerupai sel yang mengalir dalam arteri.
• Fungsi darah adalah mengangkut zat-zat kimia, mengambil hasil metabolisme, serta mengangkut oksigen dan kabondioksida, serta menjaga keseimbangan pH tubuh.
• Darah terseusun dari sel darah (eritrosit, leukosit, dan trombosit) serta plasma darah.
• Tempat pengambilan darah pada ikan adalah caudal pradancle, linea lateralis, dorsal aorta dan dekat jantung.
• Komponen sistem peredaran darah tersusun atas dua, yaitu sistem sirkulasi tertutup dan sistem sirkulasi terbuka.
• Sistem imun merupakan mekanisme pertahanan diri dari patogen.
• Pada saat praktikum pengambilan darah ikan dilakukan di caudal peduncle karena ikan tidak akan langsung mati apabila darah diambil disana.
• Pada saat praktikum didapat sel darah merah yang memiliki inti pada sel yang banyak yang diamati pada mikroskop, hal ini menandakan bahwa pada ikan nila (Oreochromis niloticus) yang diamati dalam keadaan sehat.


5.2. Saran
Pada saat mengamati didapat sel darah di mikroskop, sebaiknya praktikan mengamati dengan seksama agar para praktikan mengerti bentuk sel darah ikan.























DAFTAR PUSTAKA

Aria, Prawira. 2008. Darah Ikan. http://maswira.wordpress.com/ 2008/09/17/darah-ikan-2/. Diakses tanggal 29 Oktober 2010 pukul 08.00 WIB.
Evand, Glenn. 2009. Sistem Peredaran Darah dari Pernapasan Pada Ikan. http://kusukaikan.blogspot.com/2009/10/sistem-peredaran-darah manusia.html. Diakses pada tanggal 22 Oktober 2010 pukul 21.45 WIB.
Farmako. 2009. Darah Ikan. http//merumerume.wordpress.com. Diakses tanggal 30 Oktober 2010 pukul 13.00 WIB.
Frans. 2010. Darah Ikan. http://alx-fransblog.blogspot.com. Diakses pada tanggal 22 Oktober 2010 pukul 22.00 WIB.
Ganong, W.F. 1981. Fisiologi Kedokteran. University of California: San Fransisco.
Irianto, Agus. 2005. Patologi Ikan dan Teleostel. Gadjah Mada University Press : Jogjakarta.
Isnaeni, Wiwi. 2006. Fisiologi Hewan. Kanisius : Jogjakarta
Kimball, John W. 1983. Biologi : Jilid 2. Erlangga : Jakarta.
Komarudin, A. 2009. Jantung dan Darah Ikan. http://www.dostoc.com. Diakses tanggal 3 November 2010 pukul 14.00 WIB.
Mayhoneys. 2008. Sel Darah. http://www.Ittelkom.ac.id. Diakses tanggal 28 Oktober 2010 pukul 14.00 WIB.
Prihadi, Harsono dan Hardian. 2007. Effect of Light Exercise Time Throught Blood Clothing Time Mean Adjusment In The Blood Coaguation System. http://eprints.undp.ac.id/22399/Harsono.pdf. Diakses pada tanggal 1 November 2010 pukul 10.00 WIB.
Pungky. 2010. Sistem Peredaran Darah Manusia. http://jurnal_pelajar.blogspot.com/2010/03/sistem-peredaran-darah-manusia.html. Diakses pada tanggal 22 Oktober 2010 pukul 22.30 WIB.
Scheer, Bradley. 1957. Comparative Physiology. Champman2hall: London.
Schreck, Carch B. Peter B Noyle. 1990. Methods for Fish Biologi. University of California: USA.
Shahar, N. Mala dan Muzakarah. 2010. Fungsi Darah dalam Badan.http://noormas2gmallcon. blogspot. com. Diakses tanggal 30 Oktober 2010 pukul 19.00 WIB.
Storer, dracy l. Robert. 1957. General Zoology. Mc Brawthil Book Company. London.
Tedbio. 2007. Sistem Sirkulasi pada Hewan dan Manusia. http://tedbio.multiply.com. Diakses tanggal 30 Oktober 2010 pukul 06.00 WIB.
Villee, Claude A, Weren F, Robert D Barner, 1984. Zoologi Umum. Erlangga : Jakarta.
Warta warga. 2010. Sistem Peredaran Darah pada Vertebrata. http://wartawarga.gunadarma.ac.id/2009/11/sistem-peredaran-darah-pada-vertebrata. Diakses pada tanggal 2 November 2010 pukul 20.00 WIB.
Yustiono, Arnetis. Riva Suryadi. 2005. Efek Subutal Sulfida Pada Fisiologi Parah Benih Ikan Mas (Cyprinus carpio). http://biologi-fkip-unri.ac.id/karya_tulis/5%20sina_Efek%subletal%2020_24.pdf. Diakses pada tanggal 22 Oktober 2010 pukul 22.30 WIB.
Yuwono, Edi dan Purnama Sukardi. 2001. Fisiologi hewan .Jakarta.

PEWARNAAN TUBUH IKAN DAN FOTOTAKSIS

1. PENDAHULUAN

1.1. Pengertian dan Jenis Fototaksis

Pola ikan pada umumnya akan membentuk schooling pada saat terang dan menyebar saat gelap dalam keadaan tersebar ikan akan lebih mudah dimangsa predator dibanding pada saat berkelompok. Adanya pengaruh cahaya buatan sehingga memungkinkan mereka membentuk schooling dan lebih aman dari predator-predator. Ikan yang tergolong fototaksis positif akan memberikan respon dengan mendeteksi sumber cahaya, sedangkan ikan-ikan yang bersifat fototaksis negatif akan bergerak menjauhi sumber cahaya (Ciptaningtyas 1999 dalam Makwim 2010).

Fototaksis adalah gerak taksis yang disebabkan oleh adanya rangsangan berupa cahaya (Albawayka, 2010).Menurut Sukardi,dkk (2007), terjadinya adaptasi mata ikan atau respon terhadap adanya cahaya (fototaksis positif) dapat ditandai dengan naiknya kon (cone) yang terdapat pada retina mata ikan.

1.2. Pewarnaan Tubuh

Menurut Agusindra (2010), telah dipahami dan diklarifikasikan, pewarnaan pada tubuh ikan dikelompokkan menjadi tiga kategori umum berdasarkan fungsinya, yakni kamuflase, menjual diri, dan sebagai topeng mimikri.
 Kamuflase

Tipe pewarnaan ini merupakan yang paling banyak dipakai oleh ikan dan tergolong sangat penting. Banyak dipakai oleh ikan untuk menghindar dari berbagai macam predator yang siap untuk memangsa.

 Menjual diri

System menjual diri adalah fungsi lain warna dan perubahan warna pada ikan. Di dalam air, air yang sudah padat dengan berbagai macam makhluk, “menjual diri” merupakan salah satu strategi untuk menjaga eksistensi, identitas dan juga mencari pasangan.

 Mimikri

Mimikri merupakan tipe umum ketiga dari pewarnaan dan proses barunya oleh ikan, dalam rangka pertahanan diri atau bertahan . beberapa jenis ikan penguraikan penampakan (atau tingkah laku) dari spesies lainnya untuk mempertahankan diri dan atau sekalian memangsa.
Zat warna pada kulit sangat berguna untuk menahan cahaya ultraviolet dari sinar matahari yang dapat merusak jaringan kulit. Bila terlalu lama berjemur di bawah sinar matahari warna kulit akan berubah menjadi semakin gelap. Di lain pihak ada jenis ikan dan salamander yang hidup di dalam gua yang gelap tidak memiliki warna sama sekali. Warna putih dengan sedikit kemerah-merahan disebabkan oleh warna darah yang ada di permukaan kulit. Jika hewan tersebut dipelihara di aquarium dibawah sinar matahasi, setelah beberapa hari akan timbul bintik-bintik warna cokelat kehitaman di bagian tubuh yang terkena sinar matahari. Hal ini dan juga yang kita alami jika sering terkena sinar matahari dapat terjadi karena adanya pembekuan pigmen (Adisendjaja, 2003).
Perubahan warna ikan dari warna dasarnya telah banyak diketahui,perubahan-perubahan tersebut dengan perantaraan dari aktivitas pigmen-pigmen.Pada intergumen yang mengandung sel-sel disebut kromatophore-kromatophore(Fujii,1969 dalam Rustidja,1996).

1.3. Core dan Rod pada Ikan dan Udang
Menurut Villee, et al (1984), cahaya mengenai sel-sel batang dan kerueut, dan mengaktifkannya, sel-sel ini kemudian membangkitkan impuls saraf. Segmen luar tiap batang mempunyai perluasan system membrane sel dan sejumlah besar pigmen radopsin (Yunani, rhudan. Merah jambu , opsis, penglihatan) telibat dalam membran ini. Diketahui bahwa sel kerucut mengandung pigmen peka-cahaya, iodopsin, yang terdiri atas retina dan protein yang berbeda. Sel kerucut tidak sepeka sel batang terhadap cahaya dan tidak dapat memberi penglihatan dalam cahaya redup. Fungsi utama sel kerucut adalah untuk mengenal warna.
Pancaran cahaya dari sebuah obyek difokuskan dalam retina untuk menghasilkan pentulan gambar. Retina terdiri dari dua jenis reseptor untuk cahaya. Cone untuk membedakan warna dan rode untuk mengatur insentisas cahaya (Suendsen and Anthony, 1984).

1.4. Pengaruh Cahaya Terhadap Pergerakan Ikan
Cahaya merupakan bagian yang fundamental dalam menemukan tingkah laku ikan di laut (Woodheat, 1966), stimuli cahaya terhadap tingkahlaku ikan sangat kompleks antara lain intensitas. Sudut penyebaran, polarisasi, komposisi spektralnya dan lama penyinaran (Hiwl, 1963) telah melakukan suatu telaah mengenai menglihatan dan penerimaan cahaya oleh ikan dan menyimpulkan bahwa mayoritas mata ikan larut sangat tinggi rensifilasnya terhadap cahaya. Tidak semua cahaya dapat diterima oleh mata ikan, cahaya yang dapat diterima memiliki panjang gelombang pada interval 400-750m. (Mitsugi, 1974 nikororav 1975 dalam Sucitra 2010).
Cahaya yang dikeluarkan oleh jasad hidup dinamakan iuminens, yang umumnya berwarna biru atau biru kehijauan. Terdapat dua sumber cahaya yang dikeluarkan oleh dan keduanya terdapat pada kulit, yaitu cahaya cahaya yang dikeluarkan oleh bakteri yang bersimbiose dengan ikan cahaya yang dikeluarkan oleh ikan itu sendiri. Ikan-ikan yang dapat mengeluarkan cahaya umumnya tinggal dibagian laut dalam dan hanya sedikit yang hidup diperairan dangkal. Sebagian daripadanya bergerak kepermukaan untuk mencari makanan. Ikan-ikan ini umumnya mendiami habitat pada kedalaman antara 500-1.000 meter (Rahardjo, 1989).

1.5. Klasifikasi Warna
Menurut Adi Sendjaja (2003), selain tidak berwarna binatang yang hidup di gua juga tidak mampu melihat warna. Berkaitan dengan hal tersebut ada aturan yang cukup berlaku umum tetapi tentu ada pengecualian. Aturan tersebut adalah aturan Gloger, yang berbunyi : Pada spesies hewan yang homoplem (berdarah panas), pigmen hitam meningkat habitat yang hangat dan lembab, pigmen kuning kecokelatan dan merah sangat umum dihabitat kering, dan pigmen akan berkurang di daerah beriklim dingin. Secara umum dapat dikatakan bahwa warna hanya dapat terlihat pada bagian-bagian yang terkena cahaya matahari.
Sesuai dengan kandungan pigmen-pigmen warna kromatophere pada ikan pada umumnya diklarifikasikan menjadi melanophore (cokelat atau hitam), eritrophore (merah), kantophore (kuning), iridophore (berkilau-kilauan), leucophore dan iridophore mengandung kristal-kristal kecil dimana dapat berpindah ke belakang dan ke muka dalam sitoplasma, kemudian menjadi kristal-kristal besar yang tak mampu berpindah dan biasanya menumpuk dalam lapisan-lapisan (Fujii 1969, dalam Rustidja, 1996).

1.6. Proses Pewarnaan Tubuh Ikan
Menurut Evans, (1993), ketika kromatofor dari berbagai jenis saling tumpang tindih satu sama lain, maka campuran warna pigmen yang komponennya subtraktif dapt menjelaskan fenomena warna makroskopis. Hal ini dianggap seperti percampuran cat, ketika sel-sel yang berbeda warna ditempatkan berdampingan : warna-warna yang dihasilkan merupakan campuran warna aditif. Seperti tercetaknya warna tubuh ikan yang terluar. Warna tubuh dari beberapa ikan merupakan hasil dari integrasi efek tersebut.
Menurut Rahardjo dkk (1989), kromatofor terdapat di dalam lapisan dermis pada kulit atau dibawah sisik. Sel ini mempunyai butir-butir pigmen yang merupakan sumber warna sesungguhnya. Butir pigmen ini dapat menyebar ke seluruh sel atau mengumpul pada satu titik. Pergerakan inilah yang menyebabkan perubahan warna pada ikan. Jika butir-butir pigmen mengumpul pada suatu titik maka warna yang dihasilkan secara keseluruahan nampaknya pucat. Sedangkan jika butir warna menyebar, maka warna akan terlihat jelas, tergantung pada butir pigmen warna tersebut.
Perubahan warna yang terjadi karena hewan mempunyai kromatofor pada kulitnya. Kromatofor adalah sel yang mengandung pigmen. Dibawah kendali endoktrin, kromatofor dapat mengubah penyebaran pigmen pada sel pigmen (terkumpul atau tersebar) dalam ukuran menit atau detik (Isnaeni, 2006).

1.7. Faktor-faktor yang Mempengaruhi Perubahan Warna
Menurut Rahardjo (1989), pemiripan warna secara umum antara ikan dengan latar belakangnya merupakan karakteristik dasar ikan untuk memiripkan tayangan dan corak habitat dimana mereka tinggal. Perubahan warna sering juga terjadi berhubungan dengan musim, dengan siang dan malam hari dan sering berhubungan dengan kondisi dihabitatnya. Satu bentuk dari pemiripan warna berkaitan dengan perubahan bentuk tubuh atau struktur tubuh.
Hewan yang bergerombol dan berkumpul memiliki prinsip yang sema dengan penglihatannya satu sama lain, beberapa dari hewan tersebut berkomunikasi dengan sinyal penglihatan seperti pada ikan tuna. Beberapa hewan mengalami pekembangan seksual yang berbeda terhadap warna dan sering berubah warna selama masa perkawinan, mungkin ini adalah salah satu cara berkomunikasi (Royce, 1972).

Sel-sel pigmen (khromatofore) pada dermis memiliki kemampuan berubah untuk menyesuaikan dengan lingkungannya, aktifitas seksual atau keran penyakit. Kemampuan ini juga didinduksi oleh modul yang terkontrol melalui kemampuan absortif dan refliktif dari khromatofora (Irianro, 2005).

2. METODOLOGI

2.1. Prosedur Kerja
2.1.1. Fototaksis


 Disiapkan
 Ditutup dengan plastik gelap
 Diisi air ¾ bagian dan diberi aerasi



 Dimasukkan dalam aquarium
 Ditunggu sampai keadaan gelap
 Diberi biasan cahaya
 Diamati tingkah laku
 Ditentukan jenis tingkah laku


2.1.2. Pewarnaan Tubuh

 Disiapkan
 Diisi air ¾ bagian

 Dimasukan dalam toples
 Diadaptasikan selama 15 menit
 Dicatat warna tubuh awal
 Diberi aerasi
 Ditutup plastik dengan perlakuan
Kelompok : 1 dan 2 = Hitam
3 dan 4 = Merah
5 dan 6 = Biru
7 dan 8 = Kuning
 Dibiarkan selama 24 jam
 Dicatat perubahan warnanya (difoto)
 Dicatat waktu saat kembali normal
 Diamati warna
2.2. Alat dan Bahan
2.2.1. Fungsi Alat
2.2.1.1. Fototaksis

Alat-alat yang digunakan dalam pengamatan fototaksis adalah sebagai berikut:
 Aquarium : digunakan sebagai alat bantu untuk mempermudah pengamatan fototaksis.
 Senter : digunakan sebagai sumber cahaya
 Nampan : digunakan untuk menutup bagian atas aquarium
 Selang aeras : digunakan untuk menyalurkan udara ke aquarium
 Batu aerasi : digunakan untuk memberi beban pada selang aerasi dan mempermudah difusi udara dalam air.

2.2.1.2. Pewarnaan Tubuh

Alat-alat yang digunakan dalam pengamatan pewarnaan tubuh adalah sebagai berikut:
 Toples 2 L : digunakan sebagai alat bantu untuk mempermudah pengamatan pewarnaan tubuh
 Aerator : digunakan sebagai alat bantu untuk memasukan atau menyalurkan udara ke dalam aquarium
 Selang aerasi : digunakan untuk menyalurkan udara ke aquarium
 Batu aerasi :digunakan untuk memberi beban pada selang aerasi dan mempermudah difusi udara dalam air.
 Kamera digital :digunakan sebagai dokumentasi untuk menganalisis perubahan warna ikan.


2.2.2. Fungsi Bahan
2.2.2.1. Fototaksis
Bahan-bahan yang digunakan dalam praktikum fototaksis adalah sebagai berikut:
 Ikan Mas (Ciprinus carpio) : Sebagai obyek yang diamati
 Black Ghost (Apteronotus albifron) : Sebagai obyek yang diamati
 Nila (Oreochromis niloticus) : Sebagai obyek yang diamati
 Sepat siam (Trichogaster pectoralis) : Sebagai obyek yang diamati
 Udang galah (Macrobrachium rossenbergii) : Sebagai obyek yang diamati
 Manfish (Pterophillum scalarae) : Sebagai obyek yang diamati
 Plastik hitam : digunakan untuk menutupi aquarium
 Air tawar : digunakan sebagai media hidup ikan
 Kertas label :untuk memberi tanda dan nama kelompok agar tidak tertukar dengan kelompok lain.

2.2.2.2. Pewarnaan Tubuh
Bahan-bahan yang digunakan dalam praktikum pewarnaan tubuh adalah sebagai berikut:
 Sepat siam (Trichogastes pectoralis) : Sebagai obyek yang diamati
 Air tawar : sebagai media hidup ikan
 Karet gelang : untuk mengikat plastik pada toples
 Pastik warna hitam, biru, merah, kuning : untuk membungkus toples
 Kertas label : untuk memberi tanda dan nama kelompok agar tidak tertukar dengan kelompok lain.

4.PEMBAHASAN

4.1. Analisa Prosedur
4.1.1. Fototaksis

Pada praktikum Fisiologi Hewan Air materi Fototaksis, langkah pertama yang dilakukan adalah disiapkan alat serta bahan .Adapun alat yang digunakan dan fungsinya yaitu aquarium sebagai wadah obyek yang akan diamati, aerator sebagai pemberi tambahan udara di dalam aquarium, senter sebagai sumber cahaya saat pengamatan dan seser yang digunakan untuk mengambil ikan dari wadah pertama. Adapun bahan yang dipakai adalah air sebagai media obyek yang diamati , Ikan Mas (Ciprinus carpio), Black Ghost (Apteronotus albifron), Nila (Oreochromis niloticus), Sepat siam (Trichogaster pectoralis), Udang galah (Macrobrachium rossenbergil), Manfish (Pterophillum scalarae) sebagai obyek yang akan diamati fototaksisnya,kresek warna hitam digunakan untuk menutup aquarium dan mengkondisikan agar akuarium gelap serta selotip untuk untuk melekatkan kresek warna hitam pada aquarium, kertas label untuk memberi tanda pada aquarium.
Langkah selanjutnya yaitu 6 buah aquarium ukuran 30 x 30 cm disiapkan lalu di isi air ¾ akuarium,tujuannya adalah saat diisi ikan,air tidak tumpah selain itu memberi ruang oksigen bagi ikan untuk bernapas kemudian dipasang aerator untuk penambahan udara ke dalam perairan. Selanjutnya pada masing-masing akuarium diisi Ikan Mas (Ciprinus carpio), Black Ghost (Apteronotus albifron), Nila (Oreochromis niloticus), Sepat siam (Trichogaster pectoralis), Udang galah (Macrobrachium rossenbergil), Manfish (Pterophillum scalarae).Tujuan dibedakannya adalah untuk mendapatkan perbandingan tingkah laku ikan yang diberi perlakuan cahaya.Setelah itu,permukaan seluruh akuarium ditutup menggunakan kresek hitam yang direkatkan dengan bantuan selotip dan dibiarkan hingga keadaan gelap,tujuan dari penggunaan warna gelap ini adalah agar tidak ada cahaya yang dapat masuk selain itu pengamatan dilakukan pada malam hari dan tanpa sinar lampu tujuannya untuk mengkondisikan akuarium tanpa cahaya . Setelah aquarium ditutup, kemudian pada bagian pinggirnya diberi sedikit lubang untuk mengintip dan juga sebagai tempat masuknya cahaya.dipasang aerator untuk penambahan udara ke dalam perairan selanjutnya diberi tanda atau nama untuk setiap aquarium dengan kertas label.Kemudian diberi cahaya pada salah satu lubang dan diamati tingkah laku ikan pada lubang yang lainnya, apakah ikan yang diamati mendekati atau menjauhi sumber cahaya. Jika ikan mendekati sumber cahaya maka dinyatakan sebagai fototaksis positif dan jika menjauhi maka dinyatakan sebagai fototaksis negatif.

4.1.2. Pewarnaan Tubuh

Pada praktikum Fisiologi Hewan Air materi pewarnaan tubuh pada ikan, disiapkan alat dan bahannya,yaitu toples 2 buah berukuran 2 liter sebagai media objek yang diamati, stopwatch untuk menghitung waktu pada saat warna tubuh ikan saat kembali seperti semula, aerator sebagai penambah suplai oksigen, kamera untuk memotret perubahan warna pada tubuh ikan, dan dan juga seser untuk mengambil ikan dari aquarium. Selanjutnya disiapkan bahan yang digunakan yaitu ikan Sepat siam (Trichogastes pectoralis), sebagai obyek yang diamati perubahan warnanya. adalah karet untuk menutup plastik pada kaca agar tidak lepas,plastik merah,biru,kuning,hijau dan hitam yang masing-masing berfungsi untuk mengkondisikan warna lingkungan pada ikan ,kertas label sebagai penanda toples dan karet gelang yang digunakan untuk mengikat plastik

Langkah selanjutnya yaitu toples 2 buah berukuran 2 liter diisi air ¾ bagian,tujuan dari penggunaan toples adalah karena memiliki kaca cembung, sehingga mempermudah pengamatan selain itu memberi ruang oksigen bagi ikan untuk bernapas, kemudian diambil dua ekor ikan Sepat siam (Trichogaster pectoralis) dan kemudian dimasukkan ke dalam toples,alasan digunakannya ikan ini karena ikan ini memiliki pigmen guanophore (sel bening) yang dapat memendarkan cahaya ,kemudian ikan diadaptasikan selama 15 menit, tujuannya agar ikan tidak stress dan mampu menyesuaikan diri dengan lingkungan barunya. Selagi menunggu proses adaptasi, dicatat warna awal tubuh ikan, serta di foto sehingga didapatkan perbandingan ikan yang diberi perlakuan dengan yang tidak diberi perlakuan dan diberi aerasi agar ikan dapat bertahan hidup. Selanjutnya 1 toples ditutup dengan plastik berwarna, untuk kelompok 4, menggunakan warna merah. Tujuan dari penggunaan warna yang berbeda untuk setiap kelompok adalah untuk pembanding,warna yang manakah yang lebih cepat diserap ikan. Setelah toples dibungkus dengan plastik warna, kemudian diberi tanda dengan kertas label. Sedangkan untuk toples yang satunya tidak dibungkus karena digunakan sebagai pembanding. Kemudian dua toples tersebut dibiarkan selama 24 jam. 24 jam diasumsikan bahwa proses penyerapan warna telah berlangsung secara optimal.Setelah 24 jam, plastik dibuka dan dilihat perubahan warna yang terjadi ,jangan lupa dicatat dan difoto, serta ditunggu sampai warna pada tubuh ikan kembali seperti semula sebagai t0 dan t1 dan dibandingkan perubahan terhadap ikan yang tidak diberi perlakuan dan di dapat hasilnya.

4.2. Analisa Hasil
4.2.1. Fototaksis

Berdasarkan praktikum fisiologi hewan air materi fototaksis diperoleh hasil bahwa:kelompok 1 dan 3 , ikan Nila (Oreochromis noloticus) dan Ikan Mas (Ciprinus carpio) merupakan fototaksis positif, Udang galah (Macrobrachium prossenbergii) Manfish (Pterophillum scalarae), Black Ghost (Apteronotus albifron) , serta ikan Sepat siam (Trichogastes pectoralis) fototaksis negatif.Pada kelompok 2 dan 8 didapatkan pengamatan yang sama yaitu ikan Nila (Oreochromis noloticus) , Ikan Mas (Ciprynus carpio) dan ikan Sepat siam (Trichogaster pectoralis) merupakan fototaksis positif, Udang galah (Macrobrachium rossenbergii) Manfish (Pterophillum scalarae), Black Ghost (Apteronotus albifron) merupakan fototaksis negatif .Pada kelompok 4 dan 5 didapatkan data pengamatan yang sama yaitu , ikan Nila (Oreochromis niloticus) merupakan fototaksis positif sedangkan ikan lain merupakan ikan fototaksis negatif.Pada kelompok 6 dan 7 ada sedikit perbedaan hasil pengamatan yaitu pada pada kelompok 6 ikan Black Ghost (Apteronotus albifron) merupakan fototaksis positif ,pada kelompok 7 ikan Mas (Ciprinus carpio) merupakan fototaksis positif.

Berdasarkan hasil pengamatan tersebut ,dapat disimpulkan bahwa ikan yang hasil pengamatannya adalah ikan berfototaksis positif habitat hidupnya berada di permukaan atas air yang memerlukan cahaya sedangkan ikan yang berfototaksis negatif hidupnya berada di bawah sinar matahari dan menjauhi sinar matahari.
Menurut Putri (2009), Aktivitas ikan ini lebih banyak dilakukan di malam hari (nokturnal), sehingga pada siang hari ikan ini lebih suka bersembunyi di bebatuan, daun-daun, akar tanaman, atau benda lainnya di dasar sungai.

Bila dibandingkan dengan pengamatan kelompok 6 yang hasil pengamatannya adalah positif,terdapat hasil pengamatan yang tidak valid karena seharusnya ikan ini fototaksis negative bila dilihat dari aktivitas keseharian ikan ini.
Pada Ikan mas (Ciprinus carpio),didapatkan 2 hasil pengamatan yaitu fototaksis positif dan negatif.Menurut Khairuman dan Khairul ikan mas menyukai tempat hidup (habitat) di perairan tawar yang airnya tidak terlalu dalam dan alirannya tidak terlalu deras ,seperti di pinggiran sungai atau danau .Ikan mas dapat hidup baik di daerah dengan ketinggian 150-600 meter diatas permukaan air laut(dpl).Berdasarkan pernyataan tersebut dapat disimpulkan ikan mas menyukai tempat yang tidak terlalu dalam yang jangkauan intensitas cahaya matahari cukup banyak artinya ikan ini berfototaksis positif.
Pada udang galah (Macrobrachium prossenbergii),pengamatan menghasilkan fototaksis negatif ,hal ini sesuai dengan pernyataan Khairuman dan Khairul (2006) ,seperti udang pada umumnya ,udang galah juga bersifat nocturnal atau aktif beraktivitas di malam hari .Pada siang hari,udang galah terlihat malas bergerak dan tidak tahan terhadap sinar matahari.Karena itu,udang galah banyak ditemukan di tepi perairan yang teduh dan tidak terkena matahari secara langsung.Jadi dapat disimpulkan ikan ini berfototaksis negatif.
Pada pengamatan ikan Nila (Oreochromis noloticus),pengamatan menghasilkan fototaksis positif ,hal ini sesuai dengan pernyataan Wibowo (2009), Ikan nila memiliki kemampuan menyesuaikan diri yang baik dengan lingkungan sekitarnya. Ikan memiliki toleransi yang tinggi terhadap lingkungan hidupnya. Sehingga ia bisa dipelihara di dataran rendah yang berair payau maupun dataran yang tinggi dengan suhu yang rendah. Ia mampu hidup pada suhu 14 – 38 derajat celcius. Dengan suhu terbaik adalah 25 – 30 derajat.Dapat disimpulkan ikan nila menyukai habitat yang cukup hangat dan tentu saja perairan yang hangat juga dipengaruhi oleh intensitas cahaya matahari yang masuk ke perairan.
Pada ikan sepat siam ((Trichogastes pectoralis) terdapat perbedaan hasil pengamatan,berdasarkan pengamatan kelompok 2,7,8 ikan ini termasuk fototaksis positif,Menurut Alam (2008), Seperti umumnya sepat, ikan ini menyukai rawa-rawa, danau, sungai dan parit-parit yang berair tenang; terutama yang banyak ditumbuhi tumbuhan air. Juga kerap terbawa oleh banjir dan masuk ke kolam-kolam serta saluran-saluran air hingga ke sawah-sawah.

Pada pengamatan ikan manfish (Pterophillum scalarae),ikan ini diamati bersifat fototaksis negatif,hal ini sesuai dengan pernyataan Muawin (2007) bahwa Secara alami Manvis hidup diperairan yang tenang dan banyak tanamannya. Oleh karena itu bila Manvis dipelihara didalam akuarium yang terlalu terang dan banyak ikannya, kelihatan gelisah.Jadi dapat disimpulkan ikan ini tidak menyukai perairan terang.

4.2.2. Pewarnaan Tubuh Ikan

Pada praktikum Fisiologi Hewan Air dengan materi pewarnaan tubuh ikan, Pengamatan dilakukan dengan menggunakan ikan Sepat siam (Trichogastes pectoralis), karena ikan Sepat siam (Trichogastes pectoralis) mudah menyerap warna dari lingkungan di sekitarnya.Pada kelompok 1 dan 2 yang dibungkus plastik hitam warna awal tubuh ikan badan putih kekuningan ,warna sirip ventral ventral dan dorsal kuning,setelah diberi perlakuan selama 24 jam badan ikan menjadi hitam,terdapat garis-garis vertikal ,ventral dan dorsal berwarna hitam kekuningan.Begitu pula pada kelompok 4 dan kelompok lainnya,pada kelompok 4 yang menggunakan plastik merah,warna awalnya silver keunguan ,ada spot hitam.Setelah diberi perlakuan 24 jam ikan menjadi berwarna kemerah-merahan ,spot sedikit kemerahan.Waktu pengembalian kelompok 4 dari t0 pada 07.30 dan t1 pada 07.53 yaitu 23 menit.Ini adalah waktu terlama pengembalian warna bila dibandingkan dengan kelompok 3 yang sama-sama menggunakan plastik merah yang hanya 5 menit.Namun dibandingkan dengan kelompok lain,kelompok yang menggunkan hitam memiliki waktu pengembalian warna yang tercepat yaitu 1 menit dan kelompok yang menggunakan plastik merah waktu pengembalian warna merupakan waktu pengembalian terlama.

Menurut Ria (2008), bahwa penyebab warna ikan disebabkan oleh schomatophore (Karena konfigurasi fisik) dan Biochrome (Pigmen pembawa) sedangkan menurut Mustofa (2010),mekanisme pergerakan butiran pigmen ikan dikendalikan oleh hormon tertentu sebagai akibat reaksi terhadap kondisi lingkungan ikan yang bersangkutan.
Pada pengamatan ,warna merah plastik menghasilkan waktu pengembalian terlama,ini terkait dengan pernyataan Sugito (2005),

Tabel 2 Aproksimasi jangkauan panjang gelombang berbagai warna dalam spektrum cahaya tampak
Warna Aproksima Jangkauan Panjang gelombang
Nm A
Ungu
Biru
Hijau
Kuning
Jingga
Merah 380-450
450-490
490-560
560-590
590-630
630-760 3800-4500
4500-4900
4900-5600
5600-5900
5900-6300
6300-7600

Hasil Pengamatan :

3.2 Gambar Hasil Pengamatan

A.Sebelum diberi perlakuan
B.Setelah Diberi perlakuan
Keterangan :
A.Sebelum diberi perlakuan:bintik spot hitam,tubuh biru keunguna,sirip dorsal keabu-abuan
B.Setalh diberi Perlakuan :Warna kemerahan,spot meudar,dorsal sedikit kemerahan.


Analisa Grafik


Berdasarkan grafik diatas dapat diketahui bahwa selisih waktu pengamatan yang tertinggi diperoleh pada kelompok 4 dengan waktu 23 menit, sedangkan waktu terendah diperoleh pada kelompok 1 dan 2 dengan selisih waktunya adalah 1 menit.

4.3. Faktor Koreksi

Dalam praktikum Fisiologi Hewan Air mengenai fototaksis dan pewarnaan tubuh, terdapat beberapa faktor koreksi sebagai berikut:
• Kurang telitinya praktikan dalam pengamatan perubahan warna sehingga ada pengamatan yang haslnya tidak valid
• Kurangnya sikap hati-hati praktikan sehingga banyak ikan dan udang
• Kurangnya persiapan,sehingga Aerator yang digunakan dalam pengamatan kurang
• Manfish yang digunakan dalam pengamatan fototaksis ada yang mati. Sehingga pengamatannya tidak bisa dengan sempurna.
• Beberapa spesies ikan ada yang stress dan sakit, sehingga tidak terlalu peka terhadap cahaya yang digunakan dalam fototaksis.
4.4. Manfaat di Bidang Perikanan
Dalam Praktikum Fisiologi Hewan Air mengenai Fototaksis dan Pewarnaan Tubuh Ikan, mempunyai manfaat sebagai berikut:
• Dapat mengetahui tingkah laku,ciri dan spesies ikan yang tergolong fototaksis positif dan negatif
• Dapat mengetahui faktor-faktor yang mempengaruhi perubahan warna ikan
• Dapat mengetahui mana saja ikan yang termasuk fototaksis positif dan fototaksis negatif
• Dapat membantu pencarian ika dengan menggunakan ikan.

5. PENUTUP

5.1. Kesimpulan

Dalam praktikum Fisiologi Hewan Air bab Pewarnaan dan Fototaksis, kesimpulan yang dapat diambil adalah sebagai berikut:
• Fototaksis merupakan gerak taksis yang disebabkan oleh rangsangan yang berupa cahaya.
• Pewarnaan pada tubuh ikan dibagi yaitu kamuflase,menjual diri dan mimikri
• Fototaksis dibagi menjadi dua macam, yaitu fototaksis positif dan fototaksis negatif.Fototaksis positif merupakan gerak yang mendekati cahaya, sedangkan fototaksis negatif merupakan gerak taksis yang menjauhi cahaya.
• Terdapat dua fotoreseptor yaitu core (sel kerucut) dan rod (sel batang).
• Zat warna pada ikan ada duayaitu skemachrom (dari lingkungan) serta biochrom (koefisien warna alami).Zat warna yang terdapat boichrom adalah guanofor dan kromatofor, serta terdapat subwarna lain, yaitu melanofor, eritrofor, dan xanfofor.
• Faktor yang mempengaruhi pewarnaan ada dua, yaitu faktor internal dan faktor eksternal.Faktor internal meliputi kondisi fisiologis ikan, jenis kelamin, kondisi pigmen, serta kematangan genad.Faktor eksternal meliputi habitat, makanan, usia, serta aktivitas ikan.
• Dari data pengamatan dapat diketahui bahwa, ikan Nila (Oreochromis noloticus) merupakan ikan yang berfototaksis positif,Ikan Mas (Ciprinus carpio) juga merupakan fototaksis positif.,ikan sepat siam(Trichogastes pectoralis) berdasarkan pengamatan kelompok 2,7,8 ikan ini termasuk fototaksis positif,ikan manfish (Pterophillum scalarae) termasuk fototaksis negatif,Ikan blackghost (Apteronotus albifron)juga fototaksis negatif kecuali pada pengamatan kelompok 6, jenis fototaksi negatif, Udang galah (Macrobrachium prossenbergii ) juga fototaksis negatif
• Dalam proses pewarnaan tub uh, pada kelompok 4 didapatkan perubahan warna : spot menjadi sedikit kemerahan,permukaan tubuh menjadi kemerahan,sirip dorsal abu kemerahan.

5.2. Saran

Dalam praktikum Fisiologi Hewan Air bab Pewarnaan dan Fototaksis ada alat yang ketika praktikum kurang,sehingga harapannya kedepan praktikan lebih siap sebelum praktikum sehingga alat dan bahan ataupun bahan lainnya ketika praktikum tidak kurang .

DAFTAR PUSTAKA

Adi Sendjaja, Yusuf Hilmi. 2003. Warna dan Maknanya dan Kehidupan. http : //file.upi.ed/directori/0%20%20% FMIP/JUR% 20 PEND% 20 Biologi/Warna% 20 dan % maknanya % 20% dalam % 20 kehidupan.pdf.
Agusindra.2010.Pewarnaan Tubuh Ikan.http://surgaku.com/tao/biologi/page/4/.Diakses pada tanggal 04 november 2010 pukul 18.00 WIB.
Albawayka,2009.Fototaksis.http://nopiblogspot.blogspot.com/2009/01/fototropik.html.Diakses pada tanggal 04 november 2010 pukul 19.00 WIB
Alam,shah.2008.Budidaya Ikan Sepat.http://ikanmania.wordpress.com/2008/01/27/ikan-sepat-rawa.Diakses pada tanggal 04 november 2010 pukul 11.00 WIB
Evans, David N. 1993. Fisiologi Kedokteran. University of California : San Fransisco.
Irianto, Agus. 2005. Patologi Ikan dan Teleostel. Gadjah Mada University Press : Jogjakarta.
Isnaeni, Wiwi. 2006. Fisiologi Hewan. Kanisius : Jogjakarta
Khairuman dan Khairul.2006.Budidaya Ikan mas.Agromedia pustaka:Jakarta
.2006 .Budidaya Udang Galah.Agromedia pustaka:Jakarta
Makwin. 2010. Fiswan Fototaksis laporan 4. http:// laporan-perikanan.blogspot.com/2010/03/ fiswan-fototaksis-laporan.4.html. diakses pada tanggal 23 Oktober 2010 pukul 21.15 WIB.
Muawin.Heru A.2007.Budidaya Ikan Manvis.http://herumuawin.blogspot.com.Diakses pada tanggal 04 november 20101 pukul 17.00 WIB
Mustofa,Muhammad et al 2010.Pigmentasi warna.http://www.bp2 munes.com.Diakses pada tanggal 28 oktober 20101 pukul 12.00 WIB.
Putri,ahira.2009.Budidaya ikan blackghost.http://ikan-ikan-hias.blogspot.com/2009/05/budidaya-ikan-blackghost-html.
Rahardja, M.F, Djaja, Ridwan, Sulistiona. 1989. Biologi Ikan. Institut Pertanian Bogor : Bandung
Ria,2009.Pewarnaan.http://ria17.wordpress.com/2009/05/17/sistem-intergumen/diakses pada tanggal 28 oktober 2010 pukul 19.00 WIB
Royce, William F. 1972. Introduction to the Fishery Sciences. University of washington : Washington.
Rustiadja. 1996. Masculinisasi Ikan Nila.Fakultas Perikanan Universitas Brawijaya : Malang.
,1996. Pola Warna dan Genetika Ikan Nila. Fakultas Perikanan Universitas Brawijaya : Malang.
Sucitra, Muhammad. 2010. Penangkapan Ikan. http://www.damanduri.or.id/file/ Muhammad Sulaiman p.bab 2.pdf. Diakses pada tanggal 22 Oktober 2010 pukul 20.15WIB.
Sugito,heri.et.al.2005.Pengukuran Panjang gelombang sumber cahaya berdasarkan pola interferensi celah banyak.http://eprints.undip/ac/id/pdf.Diakses pada tanggal 30 oktober 20101 pukul 06.00 WIB.
Sukardi Purnama.dkk.2007.Aplikasi Fungsi cobb-douglas untuk pendugaan produktivitas ‘bagan tancap’ Di perairan kabupaten Batang,Jawa Tengah.http://isjd.pdii/lipi/go.id/admin/jurnal/62076770.pdf.Diakses pada 29 oktober 2010 pukul 14.00 WIB.
Svendsen, Per Anthony M. Carter. 1984. An Introduction to Animal Phisiology.MTP Press Limited : USA
Villee, Claude A, Weren F, Robert D Barner, 1964. Zoologi Umum. Erlangga : Jakarta.
Wibowo.2009.Budidaya ikan nila.http://pemancing.com/tag/budidaya ikan-nila.Diakses pada tanggl 29 oktober 2010 pukul 12.00 WIB

Pencernaan Ikan

1. PENDAHULUAN

1.1 Definisi Pencernaan

Molekul pakan yang besar dan kompleks harus dipecah menjadi molekul yang lebih kecil dan sederhana agar dapat di adsorbsi dan selanjutnya digunakan dalam tubuh hewan, pemecahan molekul ini dilakukan dengan cara pencernaan (Yuwana dan Purnama, 2001).

Digesti merupakan proses yang diperlukan dalam nutrisi heterotrofik. Dalam proses adsorbsi, molekul-molekul besar karbohidrat, protein, lemak, dan protein dari bagian-bagian sel dan jaringan yang dikonsumsi harus dipecah menjadi bagian-bagian yang kecil, seperti gula dan asam amino agar dapat diangkat melalui membran sel. Biarpun transfer molekul besar itu melalui membran, itu tidak merupakan masalah, tetapi senyawa organik yang disintesis oleh suatu heterotrof sering kali tidak sama dengan senyawa yang dikonsumsi sebagai makanan. Karena itu, sebelum didapatkan perakitan kembali diperlukan digesti (Villee et al, 1984).

Pencernaan makanan adalah proses penyederhanaan makanan yang pada awalnya berupa molekul komplek menjadi molekul sederhana (Affandi, dkk, 2005).

1.2 Pengertian Daya Cerna Ikan pada Makanan

Setiap jenis ikan mempunyai daya cerna yang berbeda pada nutrisi yang dikonsumsinya. Pada ikan salmon merupakan salah satu jenis ikan karnivora yang rendah terhadap karbohidrat sehingga energi yang diperoleh dari karbohidrat hanya dapat dicerna sebanyak 140%, sedangkan ikan Catfish merupakan salah satu jenis ikan omnivora mempunyai kemampuan mencerna karbohidrat lebih tinggi dibandingkan ikan karnivora, yaitu 70% (Peureulak, 2009).

Ikan telah lama mencarna makanannya, maka keadaan lambung pada saat itu dalam keadaan yang kosong kembali, sehingga ikan yang sudah menerima asupan pakan kembali. Jika pakan ikan yang dicerna berasal dari pakan yang nabati, maka laju pengosongan ikan akan tergantung pada seberapa besar ikan tersebut memakan pakan yang berasal dari tumbuh-tumbuhan. Pakan yang mengandung bahan ekstrak dari tumbuh-tumbuhan mengandung selulosa sehingga ikan susah mencerna, sedangkan pakan yang berasal dari pakan hewani, proses pencernaannya akan lebih mudah (Martiadjo,2001 dalam Rohmah. 2010).

1.3 Pengertian Gastric Evacuation Time

Menurut Affandi, dkk (2009), sebagaimana telah diungkapkan sebelumnya, bahwa ada beberapa metode yang biasa digunakan untuk mengkaji (meng-evaluasi) kinerja proses pencernaan, yakni :

1. Lama internal waktu dari sejak ikan melakukan aktivitas makan hingga Feses yang berasal dari makanan yang dikonsumsi di produksi,
2. Laju pengosongan lambung, dan
3. Laju penggerakan makanan dari saluran pencernaan melalui teknik radiografi.

Pada metode pertama, ikan diberi makan setiap hari dengan jumlah makanan yang konstan selama satu jam. Pada suatu hari, makanan yang biasa diberikan diganti dengan makanan yang diberi warna, misalnya (carrmin, Cr2O atau bahan pewarna lain). Laju pencernaan makanan ditentukan sebagai selang waktu aktivitas antara saat pemberian makanan yang mengandung warna dan saat munculnya Feses berwarna (Razin dan Mayer, dalam Kapoor, et al 1976). Umumnya, laju pencernaan berkisar antara 8-24 jam. Pada metode kedua, dilakukan untuk pengosongan isi lambung berhubungan erat dengan jumlah makanan yang konsumsi tipe atau struktur makanan dan suhu lingkungan.

Hubungan laju digesti dengan lamanya waktu dilihat dari pengertian itu sendiri, bahwa laju digesti adalah laju pengosongan lambung. Dimana bobot lambung pada saat pertama kali berbeda dengan ikan yang telah lama melakukan proses pencernaan. Ikan telah mencerna makanannya, maka keadaan lambung pada saat itu dalam keadaan kosong kembali. Jika pakan ikan yang dicerna adalah yang berasal dari pakan yang nabati, maka laju pengosongan ikan tersebut memakan pakan yang berasal dari tumbuh-tumbuhan (Rohmah, 2010).
Menurut Windell (1978) dalam Haetomi (2007), laju pengosongan lambung dapat didefinisikan sebagai laju dari sejumlah pakan yang bergerak melewati saluran pencernaan persatuan waktu tertentu, yang dinyatakan sebagai atau .

1.4 Organ Pencernaan dan Fungsi

Menurut Affandi, dkk (1989), ada dua sumber penghasil enzim pada bagian usus, yaitu pankreas (penghasil utama enzim) dan sel sekresi pada dinding usus. Enzim yang disekresikan oleh pankreas ini adalah trypsin, chimo trypsin, elastase, carboxypeptidase, amylase, chitinase, dan lipase. Trypsin merupakan enzim proteolitik utama dibagian usus, Chitinase terutama pada ikan-ikan pemakan krustaqa. Lipase ditemukan pada jenis ikan. Selain enzim-enzim diatas, cairan empedu yang disekresikan oleh hati berperanan penting dalam pencernaan dibagian usus ini. Pada mamalia cairan empedu terutama terdiri dari bilirubin dan biliverdin yang berfungsimemecah hemoglobin. Garam-garam empedu berperan seperti detergen dan membantu mengemulasikan lemak sehingga memungkinkan lemah untuk lebih mudah dicerna dengan bantuan enzim karena luas partikel lemak meningkat.

Menurut Affandi, dkk (2005), kelenjar pencernaan pada ikan terdiri hati dan pankreas. Kedua organ tersebut megekskresikan bahan yang kemudian digunakan dalam proses pencernaan makanan. Bahan dari hasil sekresi kedua organ tersebut akan masuk ke usus melalui saluran “ductus chole dochus” dan saluran “ductus pankreatikus”. Dengan adanya hubungan antara kelenjar pencernaan dengan usus depan, maka letak dari kedua kelenjar tersebut berada disekitar usus depan dan lambung. Hati merupakan organ penting yang mengekskresikan bahan untuk proses pencernaan.

Sekresi dari pankreas sudah jelas, yang secara berbeda cairan alkino mengandung enzim alkalinitas oleh ion birkarbonat yang menetralkan asam dari perut. Enzim proliotik dari cairan pankreas termasuk trypsin, cymotripsin carboksi peptidase, tripsin diekskresikan sebagai senyawa aktif tripsinogen dimana diubah menjadi trypsin enterikinase dengan adanya ion ca2+ (Svendsen dan Anthony, 1984).

1.5 Proses Pencernaan (Protein, Lemak, Karbohidrat)
Menurut Isnaeni (2000), proses pencernaan karbohidrat, protein dan lipid adalah:
1. Pencernaan Karbohidrat

Enzim yang bertanggung jawab dalam pencernaan karbohidrat ialah karbohidrat. Enzim ini memutuskan ikatan glukostatik pada karbohidrat sehingga dapat dihasilkan disakarida, trisakarida dan polisakarida lain yang memiliki rantai lebih pendek. Didalam mulut, karbohidrat dalam makanan akan dicerna secara mekanik (dengan bantuan gigi) dan secara enzimatik (oleh enzim ptralin/amylase ludah).

2. Pencernaan Protein

Enzim yang berperan penting untuk mencerna protein adalah protease-protase disekresikan dalam bentuk in-aktif (zimogen), yang dapat segera ter-aktifkan. Selanjutnya, enzim pemecah protein (protolitik) akan menguraikan protein dengan cara memutuskan ikatan peptide pada protein sehingga dihasilkan asam amino.

3. Pencernaan Lipid

Pencernaan lipid baru dimulai pada saat bahan makanan sampai usus. Pencernaan ini terjadi dengan bantuan enzim lipase usus, lipase lambung, dan lipase pancreas. Lipase akan menghidrolisis lipid dan trigiserida menjadi digiserida, monogli sarida, gliserol, dan asam lemak bebas. Lipase pankreas lebih mudah beraksi dengan trigiserida berantai panjang, yang biasanya berlangsung pada pH 7-9.
Menurut Hoar and Randall. Proses pencernaan pada ikan yaitu :

• Enzim pada pencernaan karbohidrat

Sumber dari enzim pada pencernaan karbohidrat pada ikan adalah kelenjar lambung, pancreas dan dinding usus. Karena karbohidrat yang terdapat pada tabel 1 yang diserap ikan trouli ini diasumsikan bahwa enzim pencernaan seperti sukrosa, maltose, laktase dan amylase dihasilkan pada jalur ini. Disakarida maltose diserap 92%, sukrosa 73% dan laktosa 60%.
• Enzim pada pencernaan protein

Perut, dinding usus, pancreas dan kelenjar lambung adalah sumber dari enzim yang mencerna protein.
• Enzim pada pencernaan lemak
Lemak dicerna oleh enzim lipase menjadi asam lemak dan gliserin sebelum diserap. Terdapat dua sumber enzim lipase pada ikan teleoskei yaitu kelenjar lambung dan dinding usus.
Menurut Affandi, dkk (2005), dalam proses pencernaan, komponen makanan yang berupa protein, lemak dan karbohidrat, harus dipecah menjadi senyawa-senyawa sederhana yang merupakan komponen-komponen penyusunnya.
1) Pencernaan protein
Enzim yang sangat berperan dalam pencernaan protein adalah proteinase, baik yang disekresikan oleh kelenjar lambung, pancreas maupun dinding usus. Di lambung, protein dalam makanan akan mengalami denaturasi oleh kerja HCl dan dihidrolis dengan katalisator enzim pepsin, protein yang dicerna tersebut akan berubah menjadi petial.
2) Pencernaan lemak
Pencernaan lemak mulai terjadi dibagian lambung, akan tetapi pencernaan disini tidak begitu efektif. Pencernaan lemak secara intensif terjadi dibagian usus, dalam hal ini lemak dihidrolisis dengan katalisator enzim lipase pankreastik. Enzim lipase pankreatik menghidrolisis trigeserid menjadi monogliserid dan asam lemak.
3) Pencernaan karbohidrat
Karbohidrat dalam makanan umumnya berbentuk senyawa polisakarida, disakarida dan monosakarida karena ikan tidak memiliki kelenjar air liur (salivarygland), maka pencernaan karbohidrat dimulai dibagian lambung.

1.6 Proses Pencernaan (Fisika dan Kimia)
Menurut Yuwono dan Purnama (2001), berdasarkan perangkat yang digunakan pencernaan pada hewan terjadi secara mekanik dan kimiawi.
1) Pencernaan mekanik menggunakan taring, misalnya pada ikan untuk menggigit. Beberapa hewan air juga menggunakan gigi untuk dan mengonyak pakan. Misalnya, pada ikan lele. Struktur tembolok pada hewan air (pada ikan udang) juga digunakan untuk pencernaan mekanik. Sebanyak 85% ikan teleoste memiliki lambung yang digunakan untuk pencernaan mekanik.
2) Pencernaan kimiawi melibatkan enzim (contohnya protease, lipase, amilase) sebagai katalisator untuk mempercepat prosesnya. Dalam kondisi normal reaksi berjalan lambat tetapi dengan hidrolisis dan kerja enzim reaksi kimia berjalan lebih cepat.
Pencernaan secara fisik dan mekanik dimulai dibagian rongga mulut, yaitu dengan berperannya gigi pada proses pemotongan dan penggerusan makanan. Pencernaan secara mekanik ini juga berlangsung disegmen lambung dan usus, yaitu melalui gerakan-gerakan (kontraksi) otot pada segmen tersebut. Pencernaan mekanik disegmen lambung dan usus terjadi lebih efektif yang berperan dalam proses pencernaan proses pencernaan secara kimiawi mulai dihasilkan disegmen tersebut yaitu disekresika oleh kelenjar lambung. Pencernaan ini selanjutnya disempurnakan disegmen usus. Cairan disgetif yang berperan pada proses pencernaan disegmen usus berasal dari hati, pankreas, dan dinding usus itu sendiri (Meitanisyah, 2009).

1.7 Struktur dan Fungsi Saluran Pencernaan
Menurut Sambas (2010), mulai dari muka kebelakang, saluran pencernaan tersebut terdiri dari mulut, rongga mulut, karing, esokagus, lambung, pilorus, usus, rectum dan anus.
a. Mulut
Bagian terdepan dari mulut adalah bibir, pada ikan. Ikan tertentu bibir tidak berkembang dan malahan hilang secara total karena digantikan oleh paruh atau rahang (ikan famili scaridae, diodotidae, tetraodontidae). Keberadaan bibir berkaitan erat dengan cara mendapatkan makanan. Disekitar bibir pada ikan tertentu terdapat sungut, yang berperan sebagai alat peraba.
b. Rongga mulut
Dibagian belakang mulut terdapat ruang yang disebut rongga mulut. Permukaan rongga mulut diselaputi oleh lapisan permukaan (epitelium) yang berlapis. Pada lapisan permukaan terdapat sel-sel penghasil lendir (mukosit) untuk mempermudah masuknya makanan. Disamping mukosit, dibagian mulut juga terdapat organ penyerap (organ penerima rasa) yang berfungsi menyeleksi makanan.
c. Farings
Lapisan permukaan faring hampir sama dengan rongga mulut, masih ditemukan organ pengecap, sebagai tempat proses penyaringan makanan.
d. Esopagus
Permulaan dari saluran pencernaan yang berbentuk seperti pipa, mengandung lendir untuk membantu penelanan makanan. Pada ikan laut, esofus berperan dalam penyerapan garam melalui difusi pasif menyeabkan konsentrasi garam air laut yang diminum akan menurun ketika berada dilambung dan usus, sehingga memudahkan penyerapan air oleh usus belakang dan rectum (proses osmoregulasi).
e. Lambung
Lambung merupakan segmen pencernaan yang diameternya relatif lebih besar bila dibandingkan dengan organ pencernaan lain. Besarnya ukuran lambung berkaitan dengan fungsinya penampung makanan. Seluruh permukaan lambung ditutupi oleh sel nukleus yang mengandung mikropolisakarida yang agak asam berfungsi sebagai pelindung dinding lambung dari kerja asam klorida. Sebagai penampung makanan dan menerima makanan secara kimiawi. Pada ikan herbivora terdapat gizara (lambung khusus) berfungsi untuk menggerus makanan (pencernaan secara fisik).
f. Pilorus
Pilorus merupakan segmen yang terletak antara lambung dan usus depan
g. Usus (intestium)
Intestium berakhr dan bermuara sebagai anus. Merupakan tempat terjadinya proses penyerapan zat makanan.
h. Rektum
Rektum merupakan segmen saluran pencernaan yang terujung.
i. Kloaka

Kloaka adalah ruang tempat bermuaranya saluran pencernaan dan saluran urogenital. Ikan bertulang sejati tidak memiliki kloaka sedangkan ikan bertulang rawan memiliki organ tersebut.
j. Anus
Anus merupakan ujung dari saluran percernaan. Pada ikan bertulang sejati, anus terletak disebelah depan saluran genital.
Menurut Arikunto, dkk (2005), struktur dan fungsi saluran antara lain adalah:
a) Mulut
Bagian terdepan dari mulut adalah bibir. Nampaknya keberadaan bibir ini berkaitan dengan erat dengan cara mendapatkan makanan. Bibir dipakai sebagai alat untuk menghisap dan mengambil makanan.
b) Rongga mulut
Rongga mulut ini berhubungan langsung dengan segmen furing, oleh karenanya rongga mulut dan segmen furing ini sering disebut rongga “buceophari nx”. Secara anatomis, organ yang terlihat secara jelas yang terdapat pada rongga mulut adalah gigi, lidah dan organ pelatin. Faste bud yang terdapat pada rongga mulut berfungsi sebagai penyeleksi makanan yang dimakan oleh ikan.
c) Faring
Pada ikan memperoleh makanannya dengan cara menyaring organisme air (plankton), makan proses penyaringan makanan
d) Esophagus
Segmen esophagus merupakan permukaan dari saluran pencernaan yang bentuknya berupa pipa (tabung).
e) Lambung
Lambung merupakan segmen pencernaan yang diameternya relatif lebih besar bila dibandingkan dengan segmen lain. Besarnya ukuran lambung berkaitan dengan fungsinya sebagai penampung makanan.
f) Pilorus
Segmen pilorus berfungsi sebagai pengatur pengeluaran makanan (cymen) dari lambung ke segmen usus.
g) Usus
Usus merupakan segmen terpanjng dari saluran pencernaan. Usus merupakan tempat terjadinya proses penyerapan zat makanan.
h) Rektum
Segmen rektum berfungsi dalam penyerapan air dan ion-ion. Adanya penyerapan air ini dapat terlihat dari kondisi feses yang umumnya berbentuk lembek (agak memadat).
i) Kloaka
Kloaka adalah ruang tempat bermuaranya saluran pencernaan dan saluran urogenital. Klep kloaka terdapat lubang pengeluaran sisa makanan (feses).
j) Anus
Anus merupakan bagian terujung dari saluran pencernaan. Pada ikan bertulang sejati, anus terletak didepan saluran genital.

1.8 Manfaat Kandungan Pakan Ikan
1.8.1 Alami
Menurut Priyambodo dan Tri (2001), sifat pakan alami yang bergerak, tetapi tidak terlalu aktif dapat merangsang dan mempermudah larva ikan untuk memangsanya. Selain beberapa kelebihan tersebut pakan alami juga tidak mencemari media pemeliharaan sehingga diharapkan dapat menekan angka mortalitas benih akibat kondisi air yang kurang baik. Jenis pakan alami yang dapat dimakan ikan tergantung pada jenis ikan dan tingkat umurnya.
Daun talas merupakan pakan alami yang cukup baik bagi ikan gurami, tetapi getah dari daun talas dapat menyebabkan penyakit cacar. Oleh karena itu, daun talas yang diberikan kepada ikan gurami terlebih dahulu dijemur sampai kering (Kordi, 2004).

1.8.2 Buatan
Menurut Afrianto dan Evi (2005), fungsi pakan buatan sebagai pembentuk warna tubuh ikan banyak dimanfaatkan dalam budidaya ikan hias. Meskipun demikian, dalam budidaya ikan konsumsi juga dapat digunakan. Pakan yang digunakan untuk membentuk warna tubuh ikan tidak berbeda dengan pakan buatan lainnya, kecuali adanya penambahan pigmen. Pakan akan membantu terciptanya mekanisme pertananan tubuh. Fungsi lain dari pakan buatan adalah untuk membantu mempercepat proses Pematangan ganad sehingga proses reproduksi dapat dipercepat. Pakan yang baik akan menunjang kerja organ tubuh sehingga dapat bekerja lebih baik, termasuk sistem hormone dan endokrin.
Menurut Nalay 1988 dalam Rustidja (1996), untuk ikan-ikan kecil/benih digunakan bentuk tepung untuk memudahkan proses pencernaan, tetapi dapat juga digunakan pelet halus yang dibuat melalui penghancuran pelet. Pelet harus memiliki kelebihan karena lebih lambat tenggelam dan lebih merangsang ikan untuk memakannya.

1.9 Jenis Makanan Pada Ikan
Pakan ikan dapat dibedakan menjadi empat, yaitu senyawa pakan, silase ikan, ikan rucah dan pakan hidup untuk larva ikan. Pada dasarnya, pakan buatan yang sering kita jumpai termasuk dalam kelompok senyawa pakan dan silase ikan. Dua jenis senyawa pakan yang berbentuk tepung, pasta dan cake, serta pakan yang berbentuk pelet (Afrianto dan Evi, 2005).
Jenis pakan yang dapat diberikan pada ikan pakan alami maupun pakan buatan. Ketersediaan pakan alami merupakan faktor yang penting dalam budidaya ikan, termasuk pada usaha pembenihan dan usaha budidaya ikan hias pakan alami merupakan pakan hidup bagi larva ikan yang mencakup fitoplankton, zooplankton dan benthos. Pakan alami untuk larva atau benih ikan mempunyai beberapa kelebihan karena ukurannya relatif kecil dan sesuai bukan mulut larva atau benih ikan, nilai nutrisinya tinggi, mudah dibudidayakan, gerakannya dapat merangsang ikan untuk memangsanya, dapat berkembang biak dengan cepat sehingga ketersediaannya dapat terjamin, dan biaya pembiayaannya relatif murah (Priyambodo dan Tri, 2001).

1.10 Komposisi Pakan (Pelet, Tubifer Kering, Chironomousbeku, lumut jaring)
Komposisi cacng tubifex terdiri dari protein 46,1%, lemak 15,1%, dan abu 6,9%, sedangkan cacing darah (blood worm). 90% bagian-bagian tubuh adalah air dan sisanya, 10%, terdiri dari bahan padatan. Dari 10% bahan padatan ini 62,5% adalah protein, 10% lemak, dan sisanya lain-lain (Ekawati, 2005).
Misalkan bahan baku yang tersedia terdiri atas dedak halus dengan protein 15,58%, tepung ikan dengan kadar protein 62,99%, tepung jagung dengan kadar protein 95% tepung lamtoro dengan kadar protein 12,27%, dan tepung kedelai dengan kadar protein 46,36% (Afrianto dan Evi, 2005).
Menurut Chumaidi dan Priyadi (1989) dalam Nasution (2002), bahwa pakan chironomous sp mengandung lemak 2,86% dan protein 56,6% oleh tingginya nilai protein, namun juga dipengaruhi kandungan lemak, khususnya asam lemak tak jenuh ganda (PUFA).
Pakan yang mengandung bahan ekstrak tumbuh-tumbuhan mengandung selulosa sehingga ikan susah untuk mencerna. Sedangkan pada pakan yang berasal dari ekstrak hewan proses pencernaannya lebih mudah (Rohmah, 2009).


1.11 Faktor yang Mempengaruhi GET
Menurut Affandi, dkk (2005), suhu sangat berpengaruh terhadap laju pengosongan isi lambung (digestion rate), semakin tinggi suhu (mendekati optimum), akan semakin cepat laju pencernaannya. Dan untuk suatu kondisi suhu tertentu besarnya laju pengosongan lambung (laju pencernaan), semakin banyak makanan yang dikonsumsi semakin lama lambung menjadi kosong. Selain terkait dengan jumlah makanan nampaknya kandungan lemak makanan juga sangat menentukan lamanya proses penggosongan lambung. Makanan yang mengandung lemak yang tinggi dicerna lebih lama dibanding dengan makanan yang berlemak rendah.
Menurut Asakura (2009), faktor yang mempengaruhi kecepatan pengosongan lambung antara lain adalah:
a) Pompa pildus dan gelombang peristaltik
Pada dasarnya pengosongan lambung dipermudah oleh gelembung peristaltik pada anthrium lambung dan dihambat oleh resistensi pilorus terhadap jalur makanan.
b) Volume makanan
Sangat mudah dilihat bagaimana volume makanan lambung yang bertambah dapat meningkatkan pengosongan dari lambung.
c) Hormon gastrin
Gastrin meningkatkan aktivitas pompa pilorus sedangkan pada saat yang sama meningkatkan pilorus itu sendiri. Jadi, gastrin kuat pengaruhnya dalam mempermudah pengosongan lambung.
d) Reflek enteragestrix
Sinyal syaraf yang dihantarkan dari duodenum kembali ke lambung setiap saat, khususnya bila lambung menggosongkan makanan ke duodenum. Sinyal ini mungkin memegang peranan paling penting dalam menentukan derajat aktivitas pompa pilorus. Oleh karena itu, juga menentukan kecepatan pengosongan lambung.
e) Umpan balik hormonal dan duodenum peranan lemak
f) Keenaran chyme
g) Pematangan nerves vagus dapat memperlambat penggosongan lambung
h) Vagatomi menyebabkan atoni dan pengosongan lambung yang relatif hebat
Menurut Seyhan and David (2001), sejumlah penelitian juga telah dilakukan pada berbagai spesies ikan untuk melihat faktor yang mempengaruhi pengosongan lambung. Mereka semua telah menunjukkan bahwa APK dipengaruhi oleh sejumlah faktor-faktor ini telah diperiksa oleh Kapoor, dkk Dange dan Grove dan Smith et al dalam Seyhan dan David (2001). Diantara faktor-faktor ini, suhu, ukuran ikan, ukuran makan dan kualitas makanan telah menjadi mayor penting. Penentuan kombinasi faktor instrinsik (misalnya ukuran hewan, waktu pengosongan lambung, waktu metabolisme) dan faktor ekstrinsik, seperti jenis makanan dan ketersediaan serta penyakit, tingkat oksigen, salinitas dan cahaya.

1.12 Faktor yang Mempengaruhi Digestibility
Menurut Rahardjo, dkk (1988), terdapat beberapa faktor yang merangsang ikan untuk makan, yaitu:
1) Faktor yang mempengaruhi motivasi internal atau pendorong ikan untuk makan: waktu makan, musim, intensitas cahaya, saat jenis makanan terakhir, suhu dan ritme internal lainnya.
2) Rangsangan makan yang diterima oleh indera-indera seperti perasa, penghidung, penglihatan dan sebagainya.
Interaksi antara kedua faktor tersebut akan menentukan kapan dan bagaimana ikan akan makan dan apa yang dimakannya. Selain adanya faktor-faktor yang merangsang ikan untuk makan, juga terdapat faktor lain yang menentukan dapat tidaknya suatu makanan dimakan oleh ikan, yaitu: ukuran partikel, rasa dan suhu cair.
Selain faktor eko-fisiologis ikan, faktor lain yang dapat mempengaruhi nilai kecernaan makanan adalah faktor teknis dalam pengumpulan feses. Sebagaimana telah dijelaskan sebagaimana sebelumnya bahwa begitu feses keluar dari anus dan kontak dengan air maka proses pencucian mulai terjadi. Jadi Jelaslah bahwa lamanya kontak antara feses dengan air dan menentukan derajat pencucian. Pada kenyataannya, teknik pengumpulan feses terpengaruh terhadap ada atau tidak ada serta lamanya kontak dengan feses air. Dengan demikian, teknik pengumpulan feses dapat mempengaruhi nilai kecerahan makanan (Affandi, dkk. 2005).

2. METODOLOGI

2.1 Prosedur Kerja
2.1.1 Digestibility
2.1.2 GET (Gastric Evacuation Time )

2.1 Alat dan Bahan
2.2.1 Fungsi Alat
Alat-alat yang digunakan dalam Praktikum Fisiologi Hewan Air bab Sistem Pencernaan adalah sebagai berikut :
• Toples kapasitas 2 kg : sebagai tempat media pengamatan
• Sectio set : untuk membedah ikan
• Nampan : untuk tempat ikan serta tempat meletakkan alat dan bahan
• Hot plate : untuk memanaskan feses pada saat pengamatan
• Timbangan digital : untuk menimbang berat lambung ikan serta berat ikan saat penimbangan
• Seser : untuk mengambil ikan

2.2.2 Fungsi Bahan
Bahan-bahan yang digunakan dalam Praktikum Fisiologi Hewan Air bab Pencernaan adalah sebagai berikut:
• Air : sebagai media tempat hidup ikan
• Lumut jaring : sebagai pakan nabati alami
• Tubifex kering : sebagai hewani
• Pelet : sebagai pakan buatan
• Chironomous : sebagai pakan hewani
• Kertas label : untuk memberikan nama pada toples agar tidak tertukar/sebagai penanda
• Ikan nila (Oreochromis niloticus) : sebagai objek yang diamati sistem pencernaannya
• Lap basah : untuk membekap ikan saat penimbangan agar tetap hidup
• Kertas saring : sebagai alas pada saat penimbangan

4. PEMBAHASAN

4.1 Analisa Prosedur
4.1.1 Digestibility atau Daya Cerna

Dalam Praktikum Fisiologi Hewan Air, Bab Pencernaan mengenai daya cerna/digestibility, alat-alat yang perlu disiapkan adalah toples sebagai tempat media pengamatan, timbangan digital untuk menimbang, sectio yang berfungsi untuk membedah ikan, hot plate untuk memanaskan feses serta nampan sebagai alas untuk menimbang ikan serta tempat untuk meletakkan alat dan bahan. Sedangkan, bahan-bahan yang perlu disiapkan adalah lumut jaring sebagai pakan alami nabati, sebagai pakan buatan, tubifex kering serta chironomous sebagai pakan alami hewani, ikan nila (Oreochomis niloticus) sebagai objek yang diteliti, serta kertas saring sebagai alas untuk menimbang, dan lap basah untuk membekap ikan nila.
Setelah semua alat dan bahan siap, maka pertama-tama, toples diisi air sampai ¾ bagian, yang diasumsikan sebanyak 2 liter. Tujuan dari penggunaan toples adalah karena memiliki kaca yang ambung, sehingga mempermudah pengamatan. Sementara itu, ikan nila (Oreochomis niloticus) diambil dan ditimbang berat awalnya. Cara menggunakna timbang digital yaitu pertama-tama timbangan dihubungkan dengan arus listrik, kemudian ditekan tombol dan diletakkan nampan dan lap basah diatasnya lalu ditekan tombol “Rezero”. Setelah pada layar menunjukkan angka 0, lalu diletakkan ditimbang berat pakan yang dibutuhkan, yaitu sebanyak 5% dari berat awal tubuh ikan. 5% berat pakan disini adalah konversi maksimum dari berat tubuh ikan. Pakan yang digunakan dalam pada kelompok 5 adalah pakan alami nabati, yaitu yang berasal dari lumut jaring. Cara menggunakan timbangannya adalah pertama-tama timbangan dihubungkan dengan arus listrik, kemudian ditekan tombol “TARE”. Setelah itu, kaca pada timbangan dibuka dan dimasukkan kertas sebagai alas menimbang, lalu ditutupi kacanya dan ditekan tombol “Tare”. Setelah itu kaca dibuka dan ditimbang lumut jaring sesuai dengan kebutuhan sampai angka pada layar menunjukkan 5% dari berat tubuh ikan. Kemudian lumut jaring tersebut diberikan pada ikan nila (Oreochomis niloticus) dan dibiarkan dengan waktu selama 1 jam (kelompok ganjil). Sementara menunggu ikan, langkah selanjutnya adalah menimbang kertas saring. Cara penimbangannya sama dengan cara penimbangan pada lumut jaring.

Setelah 1 jam, ikan kemudian diambil dan ditusuk pada bagian medulla oblongata agar ikan mati. Setelah mati, ikan kemudian dibedah dengan menggunakan sectio set. Cara pembedahannya dimulai dari anus sampai kebagian belakang operculum. Bagian yang dibedah adalah sebelah kiri, karena penampang organ yang kelihatan lebih jelas. Kemudian diambil organ pencernaannya, utamanya pada usus besar untuk diambil fesesnya. Setelah feses diambil dan diletakkan diatas kertas saring, dan dipanaskan diatas hot plate selama 3 menit. Cara penggunaan hot plate adalah dihubungkan dengan arus listrik. Setelah 3 menit, feses ikan tadi kemudian ditimbang beratnya dengan menggunakan timbangan analitik. Yaitu pertama-tama timbangan dihubungkan dengan arus listrik dan ditekan tombol on serta rezero. Kemudian diletakkan feses beserta kertas saring tadi diatasnya sehingga diketahui beratnya. Kemudian dihitung nilai digestibility dengan menggunakan rumus : x 100%, dimana BTM merupakan berat total makanan dan BTF merupakan Berat Total Feses dalam gram, dimana berat feses merupakan hasil dari berat ketika ditimbang dengan timbangan analitik dikurangi berat kertas saring.

4.1.2 GET (Gastric Evacuation Time)

Dalam Praktikum Fisiologis Hewan Air bab pencernaan, untuk praktikum GET, alat-alat yang perlu disiapkan adalah toples kapasitas 2 liter sebagai tempat media pengamatan, geser untuk mengambil ikan, nampan sebagai alat untuk menimban. Sectio set untuk membedah ikan, serta timbangan digital untuk menimbang berat ikan. Sedangkan, bahan yang perlu disiapkan adalah 3 buah ikan nila (Oreochomis niloticus) dengan berat yang kurang lebih sama atau hampir sama, kertas saring sebagai alas saat menimbang, lap basah untuk membekap ikan, air sebagai media tempat pengamatan, kertas label untuk memberi tanda pada toples serta, pakan yang dibutuhkan, yaitu pallet, lumut jaring, tulbifex kering, serta chironomous.

Pertama-tama disiapkan dahulu 3 buah toples lalu diisi air sampai ¾ bagian. Kemudian, siapkan 3 ekor ikan nila (Oreochomis niloticus) yang mempunyai berat yang hampir sama, kemudian ditimbang masing-masing beratnya dengan menggunakan timbangan digital. Caranya adalah pertama-tama timbangan dihubungkan dengan arus listrik, lalu ditekan tombol “ON”. Kemudian letakkan nampan dan lap basah diatasnya lalu tekan tombol rezero. Tujuan penggunaan lap adalah agar ikan tidak melompat saat ditimbang. Setelah diketahui beratnya masing-masing, kemudian masukkan ikan pada toples dan besi label 1 jam, 2 jam dan 3 jam pada setiap toples. Kemudian, ikan diberi makan dengan konversi 1,5% dari berat tubuh ikan. 1,5% merupakan batas konversi terendah pakan karena pengamatan hanya dilakukan selama beberapa jam, sedangkan jika seharian penuh menggunakan konversi minimum pakan yaitu sebanyak 3% dari berat tubuh ikan. Pakan yang digunakan untuk kelompok 5 adalah pakan alami nabati yang berupa lumut jaring. Timbangan yang digunakan adalah timbangan sartonus. Pertama-tama timbangan sartorius. Kemudian dimasukkan kertas sebagai alas menimbang dan ditutupi kacanya dan kemudian ditekan tombol Tare. Setelah itu, ditimbang pakan yang dibutuhkan sesuai dengan berat tubuh pada masing-masing ikan, kemudian pakan diberikan kepada ikan dan diamati, serta dicatat waktu pertama kali ikan memakan lumut jaring tersebut lalu ditunggu pengamatan selama 1,2 dan 3 jam.
Setelah ikan nila (Oreochomis niloticus) diamati selama 1 jam, kemudian ikan diambil dan ditusuk pada bagian medula oblongata sehingga ikan mati. Setelah mati, ikan nila (Oreochomis niloticus) kemudian dibedah dengan menggunakan sectio set. Bagian yang dibuka adalah bagian yang sebelah kiri karena mempunyai penampang organ yang lebih jelas. Cara pembedahannya adalah dimulai dari anus sampai kedepan, tepatnya dibelakang operculum. Setelah dibedah, diambil organ pencernaannya dan diambil bagian lambungnya. Kemudian, lambung diletakkan diatas kertas saring yang sudah ditimbang dan ditimbang berat detir (Wt). Kemudian ditimbang dengan menggunakan timbangan sartorius. Begitu juga dengan pengamatan ikan yang selama 2 dan 3 jam. Setelah diketahui berat lambung pada masing-masing ikan, kemudian dihitung nilai GET-nya dengan menggunakan rumus :
b
dimana Wt = berat lambung pada saat (t) jam
Wo = berat makanan yang diberikan (gr)
b = koefisien pencernaan/daya cerna (gr/jam)
t = waktu yang dibutuhkan dalam pengamatan (jam)
a = tenggang waktu pemberian pakan dan pertama kali makan (jam)
Setelah dihitung dengan rumus tersebut, dapat diketahui perbedaan GET setiap jamnya.

4.2 Analisa Hasil
4.2.1 Digestibiliy
Pada praktikum Fisiologi Hewan Air, bab pencernaan mengetahui digesbility (Daya Cerna), diperoleh hasil sebagai berikut: pada perlakuan dengan menggunakan lumut jaring (pada kelompok 1 dan 5), prosentase digesty yang diperoleh adalah hampir sama, yaitu 94,4%, pada kelompok 1 dan 94,44% pada kelompok 5. Daya cerna pada pakan alami nabati ini membutuhkan waktu yang relatif lama, karena pakan alami nabati mempunyai banyak serat karena itu memerlukan waktu yang relatif lama untuk mencerna makanannya yaitu yang berupa lumut jaring. Sedangkan, pada kelompok 2 dan 6 yang menggunakan pakan tubifex (dari larva dan nyamuk), daya cerna yang diperoleh juga berbeda. Pada kelompok 2, hal ini juga dipengaruhi oleh berat badan tubuh ikan yang lebih besar daripada kelompok 2. Sedangkan, pada kelompok 3 dan 7, daya cerna Chironomous pada kedua kelompok berbeda jauh. Yaitu, pada kelompok 3 sebesar 82% dan pada kelompok 7 sebesar 97,88%. Perbedaan yang cukup jauh ini juga dikarenakan perbedaan berat tubuh ikan yang lebih berat pada kelompok 7, yaitu 0,9075 gram dibandingkan kelompok 3 sebesar 0,72 gram. Dapat disimpulkan bahwa berat tubuh mempengaruhi daya cerna. Pada kelompok 4 dan 8, prosentase daya cerna pellet sangat tipis, yaitu pada kelompok 4 sebesar 97,4% dan pada kelompok 8 sebesar 94,64%.
Menurut Murtidjo (2001), dalam Rohmah (2010), laju pengosongan tergantung dari seberapa besar ikan tersebut memakan pakan yang berasal dari tumbuh-tumbuhan. Pakan yang berasal dari nabati atau tumbuhan mengandung selulosa sehingga susah mencerna, sedangkan pakan yang berasal dari ekstrak hewani lebih, proses pencernaannya lebih mudah.
Selain itu, ada faktor-faktor yang mempengaruhi daya cerna menurut Haetami (2002), adalah ukuran ikan, daya cerna dipengaruhi oleh komposisi pakan, jumlah konsumsi pakan, status fisiologis, dan tata laksana pemberian mudah.
Setiap jenis ikan mempunyai daya cerna yang berbeda pada nutrisi yang dikonsumsinya. Ikan salmon merupakan salah satu jenis ikan karnivora yang rendah terhadap karbohidrat sehingga energi yang diperoleh dari karbohidrat hanya dapat dicerna sebanyak 140%. Sedangkan ikan atfish merupakan salah satu jenis ikan omnivora mempunyai kemampuan mencerna karbohidrat lebih tinggi dibandingkan karnivora, yaitu 70% (Peureulak, 2009).

Analisa Grafik Digestibility
Berdasarkan grafik diatas, dapat diketahui bahwa pada kelompok 1 dan 5 yang diberi makan lumut jaring mempunyai nilai digestibility yang hampir sama sebanyak 94. Sedangkan pada kelompok 2 dan 6 serta 3 dan 7, meskipun keduanya diberi pakan yang sama, namun daya cerna/digestibility lumayan banyak. Sedangkan pada kelompok 4 dan 8 yang diberi pakan pelet mempunyai daya cerna 94%. Dari grafik diatas dapat juga diketahui bahwa nilai GET terendah terletak pada kelompok 3 dengan prosentase 82%, sedangkan nilai GET tertinggi diperoleh pada kelompok 7 dengan nilai 97,88% yang diberi makan Chironomous.

4.2.2 GET (Gastric Evacuation Time)

Dalam Praktikum Fisilogi Hewan Air bab sistem pencernaan dalam pengamatan Gastric Evacuation Time (GET), dalam perlakuan yang dilakukan selama 1 jam, nilai GET terbesar diperoleh pada kelompok 3 yaitu sebesar 5,28 dan nilai GET terendah diperoleh oleh kelompok 4 dengan nilai 0,911. Semakin besar nilai GET, maka dapat dikatakan bahwa pada ikan tersebut semakin lama mencerna makanannya. Pada kelompok 5, dengan menggunakan pakan lumut jaring (sebagai pakan nabati alami), waktu yang dibutuhkan adalah selama 4,3633 jam. Nilai GET yang diperoleh pada kelompok 5, mempunyai perbedaan atau selisih yang sedikit dengan yang sama, yaitu diberi lumut jaring. Sedangkan nilai GET yang sama diperoleh oleh kelompok 2 dan 6 dengan nilai 1,4 yang diberi pakan tubifex kering. Dari keempat kelompok tersebut dapat disimpulkan bahwa waktu pengosongan lambung untuk ikan nilai (Oreochomis niloticus) lebih cepat menggunakan pakan alami nabati (tubifex kering) bila dibandingkan dengan lumut jaring, karena lumut jaring merupakan pakan alami nabati yang punya banyak serat sehingga sulit untuk dicerna.
Pada pengamatan selama 2 jam, nilai GET yang tertinggi juga diperoleh pada kelompok 5, yaitu sebesar 13,31 jam, sedangkan jika dibandingkan dengan hasil GET yang diperoleh pada kelompok I (sebesar 9,375 jam) yang diberi perlakuan sama, yaitu dengan pakan lumut jaring, maka selisih diantara keduanya tidaklah berbeda jauh. Sedangkan, nilai terendah dari Gastric Evacuation Time adalah diperoleh pada kelompok 4 dengan perlakuan pemberian pakan berupa pelet.
Sedangkan pada pengamatan GET selama 3 jam, berdasarkan hasil pengamatan maka hasil yang dapat diperoleh adalah pada kelompok 5, didapatkan nilai GET sebesar 22,0273 jam, hal ini berbeda jauh dengan hasil yang didapatkan pada kelompok 1 yang diberi perlakuan yang sama yaitu dengan menggunakan lumut jaring, hasilnya adalah 12,173 jam. Sedangkan waktu pengosongan lambung yang paling lama terjadi pada kelompok 7 dengan nilai 125,87 dengan menggunakan pakan pelet. Sedangkan, waktu pengosongan lambung yang paling rendah atau sedikit terjadi pada kelompok 6 (1,24 jam) dengan menggunakan pakan chironomous.
Dari hasil pengamatan diatas didapat perbedaan waktu pengosongan lambung dengan dalam setiap perlakuan dan jenis pakan yang diberikan. Selain itu, digestibility, jumlah pakan dan komposisi pakan juga mempengaruhi. Sedangkan, menurut Coindeth (1978), dalam Hartomi, dkk (2007), faktor-faktor yang mempengaruhi laju pengosongan lambung yaitu suhu air, ukuran tubuh, jumlah pakan yang tersedia, frekuensi pakan, kandungan energi pakan, konsentrasi lemak pakan, pergerakan fraksi pakan tercerna dan tidak tercerna, penuaan serta pemaksaan pakan.
Menurut Affandi, dkk (2005), laju pencernaan ditentukan sebagai selang waktu antara saat pemberian makanan yang mengandung warna dan saat munculnya feses berwarna (Razin dan Mayer, dalam Kapoor, et al, 1976). Umumnya laju pencernaan berkisar antara 8-24 jam. Suhu sangat berpengaruh terhadap laju pengosongan isi lambung (digestion rate), semakin tinggi suhu (mendekati optimum) akan semakin cepat laju pencernaannya. Dan untuk suatu kondisi suhu tertentu, biasanya tingkat konsumsi makanan (ration), berpengaruh terhadap laju pengosongan lambung (laju pencernaan).

Analisa Grafik
Berdasarkan grafik diatas, dapat disimpulkan bahwa alam pengamatan selama 1 jam, nilai GET tertinggi diperoleh pada kelompok 3 dengan nilai 5,28 jam dengan menggunakan pakan chirnomous, sedangkan waktu terendah pada kelompok 4 dengan menggunakan pakan pelet. Sedangkan dalam pengamatan selama 2 jam, nilai tertinggi GET pada kelompok 5 (lumut jaring), sedangkan nilai GET terendah pada kelompok 4. Pada pengamatan selama 3 jam, nilai Get tertinggi diperoleh pada kelompok 7 dengan pakan chironomous, sedangkan nilai GET tererndah pada kelompok 6 dengan pakan tubifex kering.

4.3 Hubungan GET Dengan Digestibility

Hubungan digestibility dan GET (Gastric Evacuation Time) adalah apabila nilai dari digestibility meningkat, maka nilai GET akan menurun. Hal ini sangat erat hubungannya dengan waktu yang digunakan dalam pengamatan. Hal itu berarti bahwa waktu adalah faktor penting dalam hubungannya antara, digestibility dengan GET. Hal ini sesuai dengan pernyataan Murtidjo (2001) dalam Rohmah (2010). Hubungan laju digesti dengan lamanya waktu dapat diikat dari pengertian itu sendiri bahwa laju digesti adalah laju pengosongan lambung, dimana bobot lambung pada saat pertama kali berbeda dengan ikan yang telah mencerna makanannya. Maka keadaan lambung pada saat itu dalam keadaan kosong kembali. Jika pakan ikan yang dicerna adalah berasal dari tumbuh-tumbuhan.
Begitu pula pada pernyataan Affandi, dkk (2005), suhu berpengaruh terhadap laju pengosongan isi lambung (digestion rate), semakin tinggi suhu (mendekati optimum) akan semakin cepat laju pencernaannya. Dan untuk suatu kondisi suhu tertentu, biasanya tingkat konsumsi makanan (ration) berpengaruh terhadap laju pengosongan lambung laju (pencernaan). Dapat disimpulkan bahwa makin tinggi suhu, makin besar nilai digesty dan tentu akan mempercepat laju pengosongan lambung.

4.3 Faktor Koreksi

Dalam Praktikum Fisiologi Hewan Air bab Pencernaan, terdapat beberapa faktor koreksi, sebagai berikut :
• Ikan yang digunakan terlalu kecil, sehingga organ yang didapatkan kecil dan sulit untuk diamati
• Sectio rate yang digunakan pada kelompok 5 tidak ada guntungnya, sehingga perlu pinjam pada kelompok lain dan memperlambat praktikum
• Pisau pada sectio set berkarat, sehingga tidak bisa digunakan
• Aquarium yang digunakan kotor dan belum dibersihkan, sehingga banyak feses didalamnya, sehingga ada kemungkinan feses tersebut dimakan oleh ikan

4.4 Manfaat Dibidang Perikanan

Manfaat dari Praktikum Fisiologi Hewan Air bab Sistem Pencernaan adalah sebagai berikut:
• Dapat mengetahui sistem pencernaan serta organ-organ dalam sistem pencernaan
• Dapat mengetahui daya cerna ikan dengan menggunakan pakan buatan, pakan alami hewani serta pakan alami nabati
• Dapat mengetahui faktor-faktor yang mempengaruhi digestibility dan GET (Gastric Evacuation Time)
• Dapat mengetahui organ-organ pencernaan pada ikan, serta perbedaan organ pencernaan antara lain karnivora, omnivore dan herbivora
• Dapat mengetahui enzim-enzim yang berperan dalam proses pencernaan

5. PENUTUP

5.1 Kesimpulan

Kesimpulan yang dapat diambil dari Praktikum Fisiologi Hewan Air, bab Pencernaan adalah sebagai berikut :
• Pencernaan adalah penyerderhanaan makanan menjadi molekul yang lebih kecil, agar dapat diadsorbsi dan digunakan dalam tubuh
• Proses pencernaan terjadi secara fisik dan kimiawi
• Pencernaan secara fisik dimulai dirongga mulut, yaitu dengan berperannya gigi
• Sedangkan pencernaan secara kimiawi dimulai dibagian lambung dan dibantu dengan bantuan enzim
• Organ-organ pencernaan secara kimiawi dari mulut, rongga, faring, esophagus, lambung pylorus, usus, rektu dan anus
• Proses pencernaan terdiri dari proses pencernaan lemak, protein dan karbohidrat
• Jenis pakan pada ikan terdapat tiga macam, yaitu pakan alami, pakan buatan dan pakan tambahan
• Pakan alami terbagi atas dua macam yaitu adalah apakah alami nabati (contohnya lumut jaring) dan pakan alami hewani (contohnya tubifex)
• Faktor yang mempengaruhi digestibility adalah jumlah pakan, komposisi pakan, kondisi fisiologis ikan, serta
• Faktor yang mempengaruhi digestibility adalah jumlah pakan, komposisi pakan, kondisi fisiologis ikan, serta waktu pemberian pakan
• Faktor-faktor yang mempengaruhi GET adalah jumlah pakan, komposisi pakan, serta digestibility
• Berdasarkan pengamatan diatas, nilai digestibility tertinggi adalah 97,88% dengan menggunakan pakan chiromous
• Dalam pengamatan GET 1 jam, nilai tertinggi adalah 5,28 dan nilai GET sterendah adalah 0,911 jam
• Nilai GET tertinggi pada pengamatan 2 jam adalah 13,31 (lumut jaring) dan nilai GET terendah adalah 1,6686 jam (pelet)
• Dalam pengamatan GET selama 3 jam, nilai tertinggi adalah 125,87 jam dan nilai terendah adalah 1,24jam

5.2 Saran

Dalam Praktikum Fisiologi Hewan Air bab pencernaan yang harus diperhatikan adalah perhitungan dalam GET, karena jika ada kesalahan dalam perhitungan dapat mempengaruhi semua nilai GET dalam perhitungannya.

DAFTAR PUSTAKA

Affandi, Ridwan; Djaja Subandja Sjafer, MF, Rahardjo Sulistiana. 2005. Fisiologi Ikan. IPB: Bogor.

Afrianto, Eddy dan Evi Liviawary. 2005. Pakan Ikan. Kanisius: Jogjakarta.
Asakura. 2009. Pengosongan Lambung. http//prinatioz.wordpress.com/2009/31/10. Diakses pada tanggal 18 Oktober 2010 pukul 18.000 WIB.
Ekawati, Arning Wilujeng. 2005. Budidaya Makanan Alami. Universitas Brawijaya: Malang.
Haetami, Keki. 2002. Evaluasi Daya Cerna Pakan Limbah Azda Pada Ikan Bawal Ikan Tawar. http://pustaka. Unpad.ac.id. Diakses pada tanggal 19 Oktober 2010 pukul 18.00 WIB.
Hoar, W.S. 2006. Randall 1969. Fish Phsyology. Akademis Pies Ins: United State of America.
Isnaeni, Wiwi. 2006. Fisiologi Hewan. Kanisius: Yogyakarta.
Kordi, K M. Ghufran H. 2004. Penanggulangan Hama Dari Penyakit Ikan. Bina Adi Aksara: Jakarta.
Meitanisyah. 2009. Anatomi dan Fisiologi Ikan Nilai. http//meitanisyah.wordpress.com. diakses pada tanggal 18 Oktober 2010 pukul 18.00 WIB.
Nasution, Syahroma Hugni. 2002. Pengaruh Variasi Lemak Terhadap Pertumbuhan dan Sintasan Ikan Rainbow (Meloteria Boesmani Allen & Cross). http//www.Ikhtiologi_indonesia.org/jurnal/2-1/06-0001.pdf. diakses pada tanggal 25 Oktober 2010 pukul 16.00 WIB.
Peureulak. 2009. Nutrisi Ikan. http//iendeb_naakka.blogspot.com/2009/10/nutrisi_ikan.html. diakses pada tanggal 18 Oktober 2010
Priyambodo dan Tri. 2005. Budidaya Pakan Alami untuk Ikan. Penebar Swadaya: Jakarta.
Rahardjo, M.S. Djadjas Syafei, Ridwan Afandi, Soelestiono. 1989. Biologi Ikan. IPB: Bogor.
Rohmah. 2010. Fisiologi Hewan. http//gomnyroses.blogspot.com/2010/06.html. diakses pada tanggal 21 Oktober 2010 pukul 10.00 WIB.
Rustidja. 1996. Maskulivasi Ikan Nila. Universitas Brawijaya: Malang.
Sambas. 2010. Sistem Pencernaan Ikan. http//zaidibiaksambass.com/2010/06/02. diakses pada tanggal 18 Oktober 2010 pukul 17.00 WIB.
Seynan, Kadri and David J Brove. 2001. A New Approach in Modeling Gastric Emplying in Fish. Turk J.Vet.anmimscreb7). http://edu.gastric.emplying.journal.biologi.part20%new.approach%moedeling%GFT%.18/pdf. diakses pada tanggal 24 Oktober 2010 pukul 18.15 WIB.
Villee, A. Claude; Warent F. Balker, Robert R Barres. 1984. Zoology Umum. Erlangga: Jakarta.
Yuwono dan Purnama. 2001. Fisiologi Hewan Air. CV Sagang Sero: Jakarta.